Los organismos del suelo están compuestos por numerosas especies que ocupan un amplio rango de nichos ecológicos y son representativas en diferentes sistemas edáficos. La estructura de la comunidad edáfica tradicionalmente ha sido impactada por las prácticas agronómicas, tanto en términos de abundancia, riqueza y el rol que desempeñan. Por esta razón, la diversidad, abundancia y biomasa son consideradas valiosos indicadores de los procesos de degradación en los suelos agrícolas.
La disminución de la diversidad y abundancia de la macrofauna edáfica ocasionada por la labranza, ha generado inquietudes que han estimulado el desarrollo de investigaciones respecto al impacto de los diferentes tipos de labranza sobre la biota del suelo.
INTRODUCIÓN
Los organismos del suelo están compuestos por numerosas especies que ocupan un amplio rango de nichos ecológicos y son representativas en diferentes sistemas edáficos. La estructura de la comunidad edàfica tradicionalmente ha sido impactada por las prácticas agronómicas, tanto en términos de abundancia, riqueza y el rol que desempeñan. Por esta razón, la diversidad, abundancia y biomasa son consideradas valiosos indicadores de los procesos de degradación en los suelos agrícolas.
La disminución de la diversidad y abundancia de la macrofauna edàfica ocasionada por la labranza, ha generado inquietudes que han estimulado el desarrollo de investigaciones respecto al impacto de los diferentes tipos de labranza sobre la biota del suelo.
1.1. Objetivos
- Determinar el orden o familia de las especies encontradas en el suelo en los dos tipos de ecosistemas.
- Realizar el análisis de diversidad alfa y beta con los programas Past.
- Determinar el análisis de varianza.
II. REVISIÓN LITERATURA
2.1. Suelos
El suelo se define como la capa superficial de la corteza terrestre, formada por un grupo de elementos, que le proporciona a las plantas sostén, almacenamiento de nutrientes, agua, aire y microorganismos, los cuales unidos permiten el desarrollo normal de las plantas (CUEVA, 1988 citado por CORONADO, 2010)
El suelo se define como la capa superficial de la corteza terrestre, formada por un grupo de elementos, que le proporciona a las plantas sostén, almacenamiento de nutrientes, agua, aire y microorganismos, los cuales unidos permiten el desarrollo normal de las plantas (CUEVA, 1988 citado por CORONADO, 2010)
2.2. Calidad del suelo
La calidad y la salud del suelo son conceptos equivalentes, no siempre considerados sinónimos. La calidad debe interpretarse como la utilidad del suelo para un propósito específico en una escala amplia de tiempo. El estado de las propiedades dinámicas del suelo como contenido de materia orgánica, diversidad de organismos, o productos microbianos en un tiempo particular constituye la salud del suelo (CORONADO, 2010).
2.3. Indicadores de calidad del suelo
A pesar de la preocupación creciente acerca de la degradación del suelo, de la disminución en su calidad y de su impacto en el bienestar de la humanidad y el ambiente, aún no hay criterios universales para evaluar los cambios en la calidad del suelo. Para hacer operativo este concepto, es preciso contar con variables que puedan servir para evaluar la condición del suelo. Estas variables se conocen como indicadores, pues representan una condición y conllevan información acerca de los cambios o tendencias de esa condición (ASTIER ,2002 citado por CORONADO, 2010)
Los indicadores son instrumentos de análisis que permiten simplificar, cuantificar y comunicar fenómenos complejos. Tales indicadores se aplican en muchos campos del conocimiento (economía, salud, recursos naturales, etc). Los indicadores de calidad del suelo pueden ser propiedades físicas, químicas y biológicas, o procesos que ocurren en él. dichos indicadores, no podrían ser un grupo seleccionado para cada situación particular, sino que deben ser los mismos en todos los casos.(CORONADO, 2010)
Esto con el propósito de facilitar y hacer válidas las comparaciones a nivel nacional e internacional. Los indicadores que se empleen deben reflejar las principales restricciones del suelo, en congruencia con la función o las funciones principales que se evalúan. Los indicadores del suelo deberían permitir:
- analizar la situación actual e identificar los puntos críticos con respecto al desarrollo sostenible
- analizar los posibles impactos antes de una intervención
- monitorear el impacto de las intervenciones antrópicas
- ayudar a determinar si el uso del recurso es sostenible
2.3.1. Indicadores físicos
Las características físicas del suelo son una parte necesaria en la evaluación de la calidad de este recurso porque no se pueden mejorar fácilmente. Las propiedades físicas que pueden ser utilizadas como indicadores de la calidad del suelo son aquellas que reflejan la manera en que este recurso acepta, retiene y transmite agua a las plantas, así como las limitaciones que se pueden encontrar en el crecimiento de las raíces, la emergencia de las plántulas, la infiltración o el movimiento del agua dentro del perfil y que además estén relacionadas con el arreglo de las partículas y los poros. La estructura, textura, porosidad, humedad, capa arable, densidad aparente, densidad real, estabilidad de agregados, infiltración, profundidad del suelo superficial, capacidad de almacenamiento del agua y conductividad hidráulica saturada son las características físicas del suelo que se han propuesto como indicadores de su calidad (HÜNNEMEYER et al., 1997 citado por CORONADO, 2010)
2.3.2. Indicadores químicos
Los indicadores químicos de calidad del suelo incluyen propiedades que afectan las relaciones suelo-planta, la calidad del agua, la capacidad amortiguadora del suelo y la disponibilidad de agua y nutrientes para las plantas y microorganismos, propuso como indicadores el contenido de materia 8 orgánica (MO), carbono y nitrógeno orgánico, pH, conductividad eléctrica (CE), y el nitrógeno (N), fósforo (P) y el potasio (K) disponible. Los indicadores que reflejan estándares de fertilidad (pH, materia orgánica, nitrógeno, fósforo y potasio) son factores importantes en términos de producción de cultivos (ACEVEDO et al., 2005 citado por CORONADO, 2010).
2.3.3. Indicadores biológicos
Los indicadores biológicos integran los diferentes factores que afectan la calidad del suelo. Generalmente se refieren a la abundancia y subproductos de los organismos, incluidos bacterias, hongos, nematodos, lombrices, anélidos y artrópodos. También se consideran como indicadores biológicos la población de lombrices de tierra y el rendimiento de los cultivos. Las propiedades biológicas y bioquímicas (respiración edàfica, biomasa microbiana, actividades enzimáticas, microorganismos, y otros) son más sensibles y son valiosas en la interpretación de la dinámica de la materia orgánica y en los procesos de transformación de los residuos orgánicos; además, dan rápida respuesta a los cambios en el manejo del suelo, son sensibles al estrés ambiental y fáciles de medir (BAUTISTA et al., 2004 citado por CORONADO, 2010)
2.4. Macrofauna edàfica
La macrofauna del suelo abarca desde los grandes invertebrados que habitan en la tierra (diámetro del cuerpo > 2mm) que se pueden ver a simple vista, incluyendo grupos como las hormigas, coleópteros, arañas, ciempiés, termitas, diplopodos, etc., los cuales corresponden a la mayor diversidad de los bosques. (CASTRO, 2009).
Los tiempos de generación tan cortos y su densidad de población, hace a muchos invertebrados del suelo susceptibles a los cambios medioambientales. Invertebrados como las hormigas, los gusanos de tierra han sido ampliamente usados para monitorear la restauración ecológica en minas. (CASTRO, 2009)
La macro fauna edàfica cumple unos roles muy importantes como: dispersión de semillas, polinización fragmentación e incorporación de materia orgánica al suelo, muy importante para la acción descomponedora de muchos microorganismos. Las actividades de estos organismos comprenden la creación de estructuras biogénicas como galerías, redes, cuevas, bolas fecales, que permiten la agregación, el flujo de agua subterráneo y el aumento de materia orgánica en el suelo, lo que a su vez contribuye al aumento de la diversidad, composición y abundancia de la edafofauna. Además la fauna edàfica contribuye al flujo vertical de nutrientes en el subsuelo, favoreciendo a los sistemas de raíces, hongos micorrísicos y simbiosis entre raíces y microorganismos fijadores de nitrógeno. Además se ha observado que la fauna del suelo contribuye a la erradicación de microorganismos patógenos (Brown 2005). De esta manera la edafofauna contribuye al sostenimiento de la producción primaria en los ecosistemas naturales y en los agroecosistemas derivados de éstos (CASTRO, 2009).
2.4.1. Michoacán
Cuando hablamos de salud en los cultivos nos referimos a ese estado de bienestar o de equilibrio natural. Dicho estado se ha alterado por las prácticas agrícolas intensivas, las cuales están basadas en monocultivos, insumos externos excesivos y la eliminación de especies que representan un problema para el productor. Al romper por completo el equilibrio que existe entre el medio ambiente con el cultivo, lo que ocurre es una disminución en el número de la población de organismos benéficos en la agricultura, que obliga a los productores a depender cada vez más de insumos químicos que al final resultan insostenibles económica y ecológicamente en la producción. (ESCOBEDO, 2016).
2.5. La macrofauna edàfica como biomdicador
Los bioindicadores son herramientas que indican el estado de conservación de algún hábitat en particular Los bioindicadores nos pueden reflejar la salud o calidad del ecosistema donde habitan, se caracterizan por satisfacer los siguientes criterios: son sensibles a los cambios del hábitat donde se encuentran; se correlacionan con funciones benéficas de su ecosistema; son útiles en revelarnos procesos cruciales de los ecosistemas; suelen ser fáciles de medir (CASTRO, 2009).
Los bioindicadores son muy importantes para evaluar la restauración de las condiciones ambientales originales en las áreas disturbadas. Muchos artículos resaltan la hipótesis de que la diversidad y densidad de la macrofauna edàfica, junto con la presencia de determinados organismos, pueden usarse como bioindicadores de la calidad del suelo (SANTIAGO, 2009).
La macrofauna edàfica es usada como bioindicador para determinar el éxito en la restauración ecológica, debido a que ésta es indicadora de la calidad del hábitat, es muy sensible a los disturbios causados por el hombre y es indispensable en muchos procesos ecológicos para la formación del suelo. (CASTRO, 2009).
2.6. Métodos de muestreo para la macrofauna edàfica
Dentro de las distintas métodos de muestreo de la fauna del suelo que se han empleado para monitorear la restauración ecológica de áreas degradadas se encuentra el uso de trampas pitfall, muestreo por apiques, trampas malaise, barrido con redes, muestreo visual, muestreo de troncos discos de madera, el uso de monolitos, entre otros. Por lo general se realizan estudios que comparan sitios en rehabilitación con sitios sin intervención, se comparan sitios con diferentes edades de rehabilitación. Dentro de dichos estudios se han empleado los biosólidos para la restauración de ecosistemas, purines, el compost, el estiércol de vaca, la gallinaza, cada una con resultados importantes. (CASTRO, 2009)
2.7. Artrópodos
Los artrópodos constituyen el filo más abundante del reino animal. Los artrópodos constituyen un grupo de invertebrados muy conspicuo, con una elevada diversidad de especies, y una aceptable disparidad de planes corporales distintos.
Clásicamente, este filo se ha dividido en cinco grupos claramente diferenciados: los trilobites (y grupos afines, todos extinguidos desde el Paleozoico), los crustáceos (cangrejos, gambas, etc.), los hexápodos (insectos y grupos afines), los miriápodos (ciempiés, milpiés, y grupos afines) y los queliceromorfos (cangrejos cacerola, arañas, escorpiones, picnogónidos, etc.).
El término artrópodo se debe al zoólogo alemán Karl von Siebold (1804-1885), quien lo utilizó por primera vez en 1845. (FONTE, 2012).
2.7.1. Cutícula
Las células epidérmicas de los artrópodos tienen la capacidad de segregar hacia el exterior una cutícula. Esta propiedad no es una característica exclusiva de estos animales, ya que otros muchos también son capaces de proteger la superficie de su cuerpo mediante secreciones, que suelen ser de naturaleza mucosa. Lo característico de los artrópodos, es el proceso de esclerotización de la cutícula, formándose como resultado una estructura dura y resistente. Desde el punto de vista químico, la cutícula de los artrópodos está formada por dos componentes fundamentales: la quitina y diversos materiales proteicos.
La quitina es un homopolímero no ramificado de la N- acetilglucosamina con enlaces glucosídicosß(1—>4), y constituye un material fibroso, tenaz y flexible, parecido a un mucus seco, pero no proporciona rigidez a la cutícula. Las cadenas de quitina se disponen paralelamente, y en capas con distintas orientaciones.
El otro componente fundamental de la cutícula lo constituyen los diversos materiales proteicos, que confieren a la cutícula gran dureza y capacidad de resistencia a la deformación plástica.
Además, en ciertos casos, como ocurre en muchos crustáceos, miriápodos, insectos acuáticos, o fases larvarias acuáticas, la cutícula está más o menos impregnada de sales calcicas.
Existen grandes variaciones en el grosor, dureza y flexibilidad de las estructuras cuticulares artropodianas, presentándose desde películas muy delgadas, hasta potentísimas corazas (como en los ciervos volantes). Y a pesar de que pueden existir variaciones en su estructura, se sigue manteniendo la descripción de un modelo general de cutícula válido para todos los artrópodos. (FONTE, 2012).
2.7.2. Formación y muda de la cutícula
Una de las consecuencias de la adquisición de la cutícula esclerotizada que poseen los artrópodos, es la aparición de un límite rígido, que impide el crecimiento continuo. Este problema se soluciona mediante la muda, proceso periódico de renovación de la cutícula, que finaliza con la ecdisis, o desprendimiento de la vieja cutícula. La muda afecta a todo el tegumento, tanto a las porciones externas, como a las invaginadas, y consiste en la digestión y reabsorción de gran parte de la antigua cutícula (endocutícula), mientras que las células epidérmicas van fabricando otra nueva. La parte no digerida de la antigua cutícula (exocutícula) se denomina exuvia.
El animal crece linealmente mientras la nueva cutícula todavía no se ha endurecido. Una vez que la nueva cutícula se ha endurecido al esclerotizarse, el animal permanecerá con sus dimensiones lineales constantes hasta la siguiente muda. Se denomina estado o estadio al período de vida del animal que transcurre entre dos mudas y durante el cual no varían sus dimensiones lineales. Cada especie tendrá un número característico de estadios y de mudas. (FONTE, 2012).
2.7.3. Estructura básica apendicular
Los artrópodos son animales construidos básicamente por una serie sucesiva de segmentos, cada uno de los cuales posee, en origen, un par de apéndices articulados. Se entiende por serie apendicular el conjunto de apéndices que muestra un artrópodo. Primitivamente, los apéndices eran ¡guales o muy semejantes, pues todos tenían la misma función. A lo largo del proceso evolutivo, la serie apendicular se ha visto modificada, a veces muy profundamente.
El resultado es una gran diversidad de estructuras morfológicas en los apéndices de los artrópodos. Esta diversidad es la causa de una de las bases adaptativas de estos animales y uno de los mecanismos fundamentales de su evolución. (FONTE, 2012).
2.7.4. Órganos sensoriales
La cutícula esclerotizada de los artrópodos supone, en principio, una barrera que aísla al animal de su ambiente. Pero de esta misma barrera es de la que parten las soluciones para poder percibir los fenómenos del exterior. Los órganos sensoriales de estos animales están constituidos por un componente cuticular y otro celular epidérmico. Y están en relación con el sistema nervioso. A causa de la cutícula, no existe una sensibilidad general repartida por toda la superficie de su cuerpo, sino que la sensibilidad de los artrópodos se encuentra localizada en las áreas en que su tegumento se ha especializado en la recepción de estímulos. Además, en los órganos especializados en la recepción deformas de energía muy atenuada, como, por ejemplo, los quimiorreceptores, han tenido que producirse orificios en la cutícula, para permitir el contacto directo de las moléculas que constituyen el estímulo con los elementos sensoriales. (FONTE, 2012).
2.7.5. Sistema circulatorio
En los artrópodos, el sistema circulatorio es abierto, y se compone de: hemocele (senos hemocélicos), corazón, vasos circulatorios y vasos pulsátiles accesorios. El líquido circulatorio es la hemolinfa.
2.7.6. Sistema respiratorio
En los artrópodos el intercambio gaseoso es muy diverso, por tanto, no hay un único sistema de intercambio. Y la cutícula esclerotizada actúa de barrera con el medio externo, esto conlleva un desarrollo de estructuras de intercambio gaseoso muy variopinto: cada grupo de artrópodos ha optado por soluciones distintas.
La respiración cutánea suele aparecer en artrópodos de tamaño pequeño, con cutículas poco engrosadas (poco esclerotizadas), que permiten el intercambio gaseoso a través de la pared corporal. Artrópodos I 63 Esto ocurre, por ejemplo, en los palpígrados y en los sínfilos, unos pequeños arácnidos y miriápodos, respectivamente, que viven en el suelo (endógenos) o en cuevas (hipogeos), hábitats donde encuentran la humedad que requieren.
La respiración cutánea se puede llevar a cabo de dos formas: A) de forma generalizada por toda la superficie del cuerpo. Es poco habitual. Ocurre, por ejemplo, en los crustáceos de pequeño tamaño, en los miriápodos paurópodos, y también en parásitos que toman el oxígeno de la hemolinfa del hospedador a través de la pared corporal. B) De forma localizada, en áreas concretas en donde el tegumento está formado por cutícula poco esclerotizada.
Suelen ser zonas relacionadas con los apéndices cuyo movimiento renueva el agua o el aire. Típico de los crustáceos braquiópodos. Además, en artrópodos que poseen estructuras respiratorias especializadas, puede existir un elevado porcentaje de respiración cutánea complementaria. (FONTE, 2012).
2.7.7. Sistema respiratorio
En los artrópodos el intercambio gaseoso es muy diverso, por tanto, no hay un único sistema de intercambio. Y la cutícula esclerotizada actúa de barrera con el medio externo, esto conlleva un desarrollo de estructuras de intercambio gaseoso muy variopinto: cada grupo de artrópodos ha optado por soluciones distintas.
La respiración cutánea suele aparecer en artrópodos de tamaño pequeño, con cutículas poco engrosadas (poco esclerotizadas), que permiten el intercambio gaseoso a través de la pared corporal. Artrópodos I 63 Esto ocurre, por ejemplo, en los palpígrados y en los sínfilos, unos pequeños arácnidos y miriápodos, respectivamente, que viven en el suelo (endógenos) o en cuevas (hipogeos), hábitats donde encuentran la humedad que requieren.
La respiración cutánea se puede llevar a cabo de dos formas: A) de forma generalizada por toda la superficie del cuerpo. Es poco habitual. Ocurre, por ejemplo, en los crustáceos de pequeño tamaño, en los miriápodos paurópodos, y también en parásitos que toman el oxígeno de la hemolinfa del hospedador a través de la pared corporal. B) De forma localizada, en áreas concretas en donde el tegumento está formado por cutícula poco esclerotizada. Suelen ser zonas relacionadas con los apéndices cuyo movimiento renueva el agua o el aire. Típico de los crustáceos braquiópodos. Además, en artrópodos que poseen estructuras respiratorias especializadas, puede existir un elevado porcentaje de respiración cutánea complementaria. (FONTE, 2012).
2.7.8. Nociones generales sobre la reproducción
El sistema reproductor consta de gonadas, gonoductos y glándulas asociadas, y gametos. Determinadas estructuras reproductoras, así como excretoras, son de origen celómico. Las gonadas son casi siempre un par, y en los casos en que solo se presenta una, se ha formado secundariamente por fusión del primitivo par, о por atrofia de una. La forma, localización y tamaño de las gonadas es muy variada, dependerá del grupo de artrópodos. Los gonoductos se pueden abrir al exterior mediante dos modalidades: una abertura para cada gónada, o un gonoporo (gonoporo impar) para un conducto común de ambas gonadas. Los gonoductos son tubos que por modificaciones forman distintas estructuras.
2.7.9. Nociones generales sobre la reproducción
El sistema reproductor consta de gonadas, gonoductos y glándulas asociadas, y gametos. Determinadas estructuras reproductoras, así como excretoras, son de origen celómico. Las gonadas son casi siempre un par, y en los casos en que solo se presenta una, se ha formado secundariamente por fusión del primitivo par, o por atrofia de una. La forma, localización y tamaño de las gonadas es muy variada, dependerá del grupo de artrópodos. Los gonoductos se pueden abrir al exterior mediante dos modalidades: una abertura para cada gónada, o un gonoporo (gonoporo impar) para un conducto común de ambas gonadas. Los gonoductos son tubos que por modificaciones forman distintas estructuras.
La fecundación en los artrópodos es mayoritariamente interna, se conocen pocos casos de especies con fecundación externa. Aunque, la transferencia del esperma puede ser realizada de varias formas: por transferencia indirecta o por transferencia directa.
En insectos, el desarrollo de la genitalia externa posibilita la introducción del esperma y así se evita que quede a la intemperie y se deseque, es una transferencia más evolucionada. Supone el desarrollo de patrones de conducta, y modificaciones de la arquitectura corporal del último tagma, apéndices, etc. (FONTE, 2012).
2.8. Técnica de colecta y preservación de insectos
La colecta de insectos requiere aplicar una variedad amplia de técnicas debido al gran número de especies y variedad de hábitos de vida que presentan. La mayoría de las técnicas utilizadas responden a objetivos específicos de cada tipo de estudio; sin embargo, pueden ser divididas de manera muy general en técnicas de colecta directas (activas) y técnicas de colecta indirectas.
Una segunda forma general de dividirlas, no sólo para los insectos, sino para los artrópodos en general, es por ambientes, teniendo colecta terrestre y acuática. (MARQUEZ, 2005).
2.8.8. Colecta directa
Es aquella en la que el colector busca de manera activa a los organismos en su ambiente, en los sitios donde éstos se distribuyen. Esta estrategia es utilizada ampliamente por la mayoría de los colectores, quienes se apoyan de herramientas e instrumentos que varían según el sustrato o sitio de búsqueda. Implica poseer cierta información biológica sobre los grupos que se desea colectar, principalmente su distribución geográfica, ocurrencia estacional y hábitos alimenticios. En la naturaleza, las plantas, cadáveres, hojarasca, suelo, musgo, hongos, nidos de vertebrados e invertebrados, etc., son sitios específicos donde pueden existir especies de insectos con diferentes grados de asociación a ellos. Las plantas a su vez pueden estar habitadas, y ser consumidas, en cada una de sus partes por organismos que se especializan en raíz, tallo, hojas, flores, frutos y semillas.
Además, los diferentes recursos en la naturaleza presentan una sucesión en la fauna de insectos que los consumen. Todos estos elementos deben ser tomados en cuenta cuando se colecta de manera directa, junto con el objetivo del estudio. (MARQUEZ, 2005).
2.8.9. Colecta indirecta
Es aquella en la que se colectan organismos utilizando algún tipo de atrayente y que no implica búsqueda directa en los sustratos donde éstos habitan. Comúnmente este tipo de colecta utiliza trampas con distintos tipos de atrayentes e incluso existen trampas sin atrayente que se consideran сото co leeta indirecta porque no se buscan activamente a los organismos. El tipo y número de trampas, y el cebo a utilizar también dependen directamente de los objetivos de la investigación. (MARQUEZ, 2005).
- Trampas sin atrayentes.
Las trampas de “pozo seco” o “de caída” (conocidas en inglés como “pit-fall traps”). Son recipientes de capacidad entre medio y un litro que se colocan enterradas a nivel de suelo. Su utilidad consiste en retener cualquier organismo que, al desplazarse por el suelo, caiga dentro del recipiente sin tapa, o del recipiente con un embudo que evita la huida de los organismos y su depredado depredación por vertebrados. Puede llevar alcohol etílico al 70%, etileno glicol o propileno glicol como líquidos conservadores, o puede ir sin conservador observaron que al usar etileno glicol y propileno glicol como conservadores en estas trampas, se colectan más especies de insectos que con aquellas sin conservador o usando agua, lo que demuestra que los conservadores pueden ser atrayentes para algunos organismos y repelentes para otros.
En cualquiera de las dos modalidades, con conservador o sin él, la revisión de la trampa debe ser en periodos de tiempo cortos, de horas a no más de dos o tres días, ya que se encuentra descubierta y el alcohol se evapora rápidamente, o se inunda con lluvia, provocando la descomposición de los organismos. Las trampas “Malaise” están elaboradas con tela fina similar a la de las redes aéreas (tul) y tiene forma de casa de campaña pequeña; se instala entre la vegetación en sitios donde puedan volar los insectos, se amarra de sus extremos y se deja una entrada hacia alguna dirección, por ella entran los organismos volando y éstos tienen la conducta de que cuando están atrapados intentan volar siempre hacia arriba, por lo cual llegan a la parte alta de la trampa y se meten a un frasco colector que contiene alcohol etílico al 70% como líquido conservador. Es recomendable colocarla alejada de caminos donde pueda ser destruida. La obtención de las muestras es, generalmente, mensual, pero puede ser en periodos de tiempo regulares menores al mes. (MARQUEZ, 2005).
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Figura 1. Trampa de pozo seco o trampa de caída
El embudo de Berlese. En el embudo de Berlese se usan la luz y el calor moderado para hacer caer a los animales de una muestra de suelo o de hojarasca situada sobre un tamiz. Los organismos pasan a través de este a un embudo que los dirige a un recipiente de recogida. Para que resulte eficaz, el embudo ha de ser perfectamente liso, y no debe permitir la condensación, que atraparía a los organismos más delicados antes de que alcancen el extremo. La hojarasca o el suelo se colocan en el tamiz y se calientan desde arriba mediante una bombilla eléctrica. La presa no podrá escapar si en el frasco de recolección hay líquido, utilizamos una mezcla a base de 60% de Etanol, 30% de agua y 10% de glicerina.
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Figura 2. Esquema de Embudo Bérlésé para suelos utilizado en laboratorio
- Trampas con cebos
El nombre de las trampas está dado por el cebo que usan, las más importantes son las coprotrampas (cebadas con excremento), carpotrampas (con fruta) y necrotrampas (con carroña). La intención de cada una de ellas es atraer y capturar insectos afines a estos cebos, pero no todas las especies que recurren a ellos lo hacen para consumirlos, también pueden acudir especies que son depredadoras y algunas otras que llegan de manera accidental. Por esto, es importante distinguir las especies que se alimentan estrictamente de algún recurso, de aquellas que son afines; por ejemplo las especies coprófagas se alimentan de excremento y las especies coprófilas son afines al excremento.
La necrotrampa permanente ha sido muy utilizada en la colecta y estudio de una gran diversidad de insectos necrófilos mexicanos debido a que su diseño permite colectar de manera sistemática por largos periodos de tiempo, ya que puede permanecer en campo por más de un mes, y el cebo utilizado, que puede ser calamar o pulpo, atrae una diversidad importante de organismos.
Se instala armada a nivel de suelo, el bote incluye alcohol etílico al 70% como conservador, con un poco de ácido acético que disminuye su evaporación; incluye un embudo que la protege del exceso de basura, agua de lluvia y conduce a los organismos hacia el líquido conservador evitando su salida; la tapa está despegada del bote por tres soportes atornillados y en ella se atornilla un frasco pequeño de plástico con perforaciones donde se mete el cebo; toda la trampa es rodeada por piedras, con una en la parte superior a manera de tapa, éstas la protegen de mamíferos que buscan el cebo, secundariamente de la lluvia y de la vista del hombre. En periodos regulares, de un mes, tres semanas o algún otro, se toma la muestra, se agrega más líquido conservador y más cebo; esto se puede hacer por periodos anuales o más, dependiendo de los fines. Se recomienda instalar las trampas fuera de cauces de ríos, alejadas de caminos y en sitios lo más plano posibles. (MARQUEZ, 2005).
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Figura 3. Necrotrampa modelo (NTP-80)
Trampas de caída (Pitfall). La trampa de caída consiste en un recipiente cilindrico que se entierra a ras del suelo. El objetivo es atrapar a los insectos que pasan sobre ellas y caen en su interior. En general se utilizan vasos de plástico transparentes. Si se van a realizar recogidas periódicas en el mismo punto es interesante colocar un cilindro fijo en el suelo (tubería de PVC) cuyo diámetro interior coincide con el diámetro exterior del vaso. Además se suele poner alguna “tapa” a la trampa para impedir que caigan restos vegetales. El líquido conservante recomendado es 70% de alcochol, 20% de agua, 10% de glicerina. En algunos casos se puede adicionar un atrayente.
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Figura 4. Trampa de caída Pitfall
2.8.10. Métodos para sacrificar a los insectos en el campo
Según Contreras, 1999. Dice que las formas de sacrificar a los insectos en el campo, en el momento de su colecta, dependen directamente de las técnicas de colecta que se utilicen. Cuando se utilizan trampas con cebos, normalmente éstas cuentan con alcohol etílico al 70% como líquido conservador, el cual mata a los organismos (se puede utilizar alcohol etílico entre el 70% y el 80 %, es menos común el uso de alcohol etílico al 95%, que se recomienda para preservar insectos acuáticos.
Cuando se usan métodos de colecta directa y varios de colecta indirecta, como la trampa de luz, existen dos posibilidades de sacrificar a los organismos, las cuales están en relación con el tipo de insecto de que se trate.
Los insectos con alas delicadas, del tipo de alas membranosas (avispas, abejas, libélulas, moscas, etc.), tegminas (mantis religiosas, chapulines, insectos palo, etc.) y escamosas (mariposas), son sacrificados utilizando una cámara letal, que puede contener cianuro de potasio, acetato de etilo, éter o cloroformo como sustancias tóxicas que provocan la asfixia más o menos rápida en los insectos. El cianuro de potasio es altamente tóxico para el ser humano, no presenta olor perceptible que alerte sobre su efecto y un accidente puede causar problemas de salud y de contaminación ambiental; sin embargo, se prefiere su uso para ciertos grupos de insectos, como abejas, porque los mata más rápido y los mantiene blandos para una adecuada preservación posterior.
El acetato de etilo es líquido, con olor claramente perceptible y no es tan tóxico para el ser humano como el cianuro, pero se debe tener cuidado de mantenerlo alejado de los niños y de no emplear cantidades tan grandes que mojen los ejemplares o tan pequeñas que no los maten lo más rápido posible. El cloroformo y el éter también son recomendables porque pueden ser detectados por su olor y porque matan de manera rápida a los organismos sin causarles daño a su color, como puede ocurrir con el cianuro.
Se recomienda el uso del acetato de etilo respecto a las otras substancias, pero la elección dependerá del grupo de insectos que se desee colectar y de las posibilidades prácticas para conseguir alguna de ellas.
Una vez muertos los organismos en la cámara letal, se pasan a bolsas de papel glasine, bolsas o sobres de papel albanen o de papel normal (uno por bolsa). Las bolsitas pueden ser protegidas colocándolas en cajas de cartón o de aluminio. Se recomienda usar una cámara letal para mariposas и ortópteros y otra diferente para el resto de los insectos, ya que las alas de las mariposas se maltratan con mucha facilidad, mientras que los ortópteros pueden regurgitar el alimento o el aparato digestivo como mecanismo de defensa, ensuciando el resto del material. (MARQUEZ, 2005).
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Figura 5. Frascos llamados cámaras letales
2.8.11. Preservación de insectos
La preservación consiste en mantener a los ejemplares colectados en las mejores condiciones posibles para su estudio. Los insectos pueden ser preservados en tres formas, en líquido, en preparaciones y en seco. Al igual que con las técnicas de colecta, la elección de cada uno de los métodos de preservación depende de los fines y posibilidades de cada investigación. Los siguientes métodos de preservación están basados en la experiencia personal y en información bibliográfica.
El líquido comúnmente utilizado en la preservación de insectos es el alcohol etílico al 70%, que puede variar entre 70% y 80%; incluso, los insectos acuáticos deben ser inicialmente preservados en alcohol etílico al 95%, ya que sus cuerpos poseen una alta cantidad de agua, posteriormente pueden ser cambiados a alcohol al 75%.
Los ejemplares son colocados en frascos de plástico o de vidrio de diferentes capacidades, dependiendo del tamaño y número de éstos. Es frecuente utilizar tubos o viales de vidrio para preservar muestras de un mismo taxón, taxones cercanos, de un mismo sitio o de sustratos particulares; los viales son etiquetados cada uno y se colocan juntos en un frasco mayor que los satura con alcohol, el propio frasco puede ser rotulado para una mejor ubicación de las muestras. Este tipo de preservación requiere la revisión periódica de las muestras para reponer el alcohol que se evapore y para el cambio de alcohol sucio en algunas muestras, también es recomendable colocar las muestras en lugares frescos, secos y obscuros para disminuir la evaporación y la decoloración que pueda provocar la luz a los organismos (anaqueles o gabinetes entomológicos cerrados). El etiquetado de organismos en alcohol al 70 % puede hacerse con plumones indelebles o con lápiz, también se pueden imprimir etiquetas elaboradas en computadora y obtener copia fotostàtica de éstas para usarlas sin problema de perder los datos (aunque las impresiones con calidad laser no se pierden con el alcohol).
Actualmente se usa alcohol etílico o isopropílico absoluto para sacrificar y preservar insectos que serán destinados a estudios moleculares, los cuales deben ser conservados en frío para evitar la desnaturalización de las proteínas, cuyas secuencias pueden ser estudiadas.
Cuando es necesario montar ejemplares que están preservados en bolsas de papel glasé o en frascos sin líquidos (están secos), se debe usar una cámara húmeda, ya que sin el proceso de hidratación de los ejemplares, éstos son completamente quebradizos y no se conseguirá un montaje adecuado. La cámara húmeda se puede elaborar con un recipiente plano y largo, como los “tapers” grandes, con tapa que cierre firmemente, a éste se le agrega una cama de piedrillas para peceras, arena, algodón o papel absorbente, mezclada con cristales de fenol (la cantidad dependerá del tamaño del recipiente). A esta mezcla se le satura con agua de llave (hasta que no escurra más agua al ladear el recipiente).
La función del agua es hidratar a los organismos y será retenida por las piedrillas, los cristales de fenol evitan la proliferación de hongos encima de los insectos. Una vez lista la cámara, se coloca una malla de plástico o de un material similar para que los insectos no estén en contacto directo con el sustrato, incluso pueden servir algunas hojas de papel, sobre ellas se colocan los insectos (con sus datos de colecta o clave) y se cierra lo mejor posible el re cipiente.
Después de varios días (casi una semana) los insectos estarán rehidratados y blandos, listos para el montaje. (MARQUEZ, 2005).
La ilustración era eliminado a causa de derecho de autor
Figura 6. Frasco de cámara húmeda
2.8.12. Importancia de las colecciones entomológicas
Las colecciones científicas representan la materia prima para la generación del conocimiento biológico en los diferentes ámbitos, forman parte del patrimonio cultural de la humanidad, constituyen el germoplasma de la vida, representan la memoria de la naturaleza y nuestra biodiversidad; por lo que preservarlas de manera adecuada y fomentar su desarrollo es de gran importancia. Independientemente de la rama de la biología que se trate, la unidad de estudio de los biólogos es el organismo, y los organismos deben ser asignados a una especie, de lo contrario, todo el conocimiento que de ellos se genere quedará ambiguo. Para asignar los organismos a la especie a la que pertenecen es necesario su identificación taxonómica y ésta se basa siempre en información que se obtuvo directamente de organismos depositados en una o varias colecciones. (MARQUEZ, 2005).
2.9. Áreas de estudio
Las zonas distribuidas a trabajar son las de bosque y pastizal, en las cuales comprenden parámetros ambientales distintos, así mismo como una variedad y riqueza de especies que son fáciles de diferenciar por la zona de trabajo.
2.9.8. Bosque
Los bosques, complejos ecosistemas terrestres, son parte integrantes de los sistemas sustentadores de vida de la Tierra y desempeñan un importante papel en la regulación de la atmósfera y el clima, destacándose en este sentido su capacidad como captadores de carbono, calculándose que contienen más del 80 % del carbono presente sobre la superficie terrestre y aproximadamente el 40 % de todo el carbono existente en el subsuelo terrestre.
Los bosques son importantes para conservar la biodiversidad y para evitar o disminuir la erosión de los suelos. Son además, un recurso natural insustituible que ofrecen al hombre una gran cantidad de bienes y servicios. Puede citarse en este sentido la madera y la leña que utilizan millones de personas en el mundo, los productos forestales no madereros y las posibilidades que brindan para la realización del ecoturismo y la recreación. Contribuyen también de forma importante, en algunos países, a su producto interno bruto. En la actualidad hay un creciente reconocimiento mundial a la función que desempeñan los bosques en la estabilización del cambio climático, protegiendo la biodiversidad y la subsistencia de 1,6 mil millones de personas que dependen de ellos
2.9.9. Pastizal
Los pastizales, conforman un bioma cuyos ecosistemas predominantes lo constituyen los herbazales de clima templado entre semiàrido y húmedo, con una estación cálida y otra marcadamente fría en invierno.
En este ecosistema las gramíneas, juncales, pastos o césped constituyen la vegetación dominante. Aunque en las praderas de las regiones templadas pueden existir más de 50 especies de plantas vasculares y en las praderas tropicales más de 200, en general, dos o tres especies de gramíneas son las que dominan más del 60% de la biomasa del terreno; aquí habitan grandes herbívoros y aves, además de una gran cantidad de flora.
En las zonas donde la precipitación anual supera los 600 milímetros y los suelos son profundos y ricos en materia orgánica se extienden las praderas. La vegetación anual de este ambiente es continua y está representada por las gramíneas, pero éstas han sido prácticamente sustituidas por cultivos de cereales (maíz, trigo, cebada) y oleaginosas (girasol, soja).
2.10. índices de biodiversidad
El número de especies es, quizás, el atributo más frecuentemente utilizado en la descripción de taxocenosis, ya que permite obtener información rápida y sencilla de su diversidad La riqueza específica (S) es la forma más sencilla de medir la biodiversidad, ya que se basa únicamente en el número de especies presentes, sin tomar en cuenta el valor de importancia de las mismas. La forma ideal de medir la riqueza específica es contar con un inventario completo que nos permita conocer el número total de especies (S) obtenido por un censo de la comunidad. Esto es posible únicamente para ciertos taxa bien conocidos y de manera puntual en tiempo y en espacio. La mayoría de las veces tenemos que recurrir a índices de riqueza específica obtenidos a partir de un muestreo de la comunidad. A continuación se describen los índices más comunes para medir la riqueza de especies. (MORENO, 2001).
2.3.1. índice de diversidad de Margalef
Transforma el número de especies por muestra a una proporción a la cual las especies son añadidas por expansión de la muestra. Supone que hay una relación funcional entre el número de especies y el número total de individuos s, donde к es constante. Si esto no se mantiene, entonces el índice varía con el tamaño de muestra de forma desconocida. Usando S-1, en lugar de s, da DMg = o cuando hay una sola especie. (MORENO, 2001).
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Donde:
S = Número de especies
N = Número total de individuos
2.3.2. índice de diversidad de Shannon - Wienner
Expresa la uniformidad de los valores de importancia a través de todas las especies de la muestra. Mide el grado promedio de incertidumbre en predecir a que especie pertenecerá un individuo escogido al azar de una colección. Asume que los individuos son seleccionados al azar y que todas las especies están representadas en la muestra. Adquiere valores entre cero, cuando hay una sola especie, y el logaritmo de s, cuando todas las especies están representadas porei mismo número de individuos. (MORENO, 2001).
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2.3.3. indice de diversidad de Joule - Simpson
Manifiesta la probabilidad de que dos individuos tomados al azar de una muestra sean de la misma especie. Está fuertemente influido por la importancia de las especies más dominantes Como su valor es inverso a la equidad, la diversidad puede calcularse como 1 - λ (MORENO, 2001).
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Donde:
Pi = abundancia proporcional de la especie i, es decir, el número de individuos de la especie i dividido entre el número total de individuos de la muestra.
2.3.4. İndice de reemplazo de especies indice de Whittaker
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Donde:
ß= Beta.
S=Número de especies registradas en un conjunto de muestras (diversidad gamma).
a= Número promedio de especies en las muestras (alfa promedio).
2.3.5. Indice de Jaccar
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IJ= Indice de jaccard
A= Número de especies en la comunidad A.
B= Número de especies en la comunidad B.
c= Número de especies comunes es en ambas comunidades.
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Lugar de ejecución
El presente trabajo de investigación fue realizado en la Estación Meteorológica de tulumayo perteneciente a la Universidad Nacional Agraria de la Selva en la ciudad de Tingo María. Ubicado a una altitud media de 649 m s. n. m., en el distrito de Rupa-Rupa, provincia de Leoncio Prado, departamento de Huánuco, realizado en el mes de junio 2018.
3.2. Descripciones ambientales
3.2.1. Clima
Según SENAMHI (2010), la provincia de Leoncio Prado presenta un clima tropical, cálido y húmedo, con características diferenciadas por la variación de temperatura y volumen de precipitación pluvial.
3.2.2. Temperatura
En el distrito de Rupa Rupa, la variación térmica es elevada y puede alcanzar 20 °c de diferencia con mínimos de 18 °c y máximos de 38 °c lo que se traduce en ciclos climáticos más acentuados.
3.2.3. Precipitaciones
El territorio pertenece a la región natural Rupa Rupa o selva alta, con una zona de vida de bosque muy húmedo montaña tropical (bmh-mt) que propicia el crecimiento de abundante vegetación arbórea y arbustiva, y un clima cálido húmedo lluvioso con abundantes precipitaciones pluviales durante 5 meses del año, estimándose una precipitación media anual de 2,905.7mm.
3.2.4. Humedad relativa
El clima del alto Huallaga se clasifica como sub- húmedo, la combinación de calory lluvias extremas dan como resultado índices de humedad relativa altas. La humedad relativa media fluctúa entre 80 y 90% y el ritmo de variación corresponde al ciclo de lluvias; durante la estación seca, se registran los más bajos promedios. Por tanto la humedad relativa mensual promedio es de 85.67% y su ritmo de variación está de acuerdo al ciclo de lluvias, es así que durante la estación de lluvias se registra una mayor humedad.
3.3. Materiales y equipos.
3.3.1. Materiales de campo
- 12 recipientes circulares de plástico
- Soga
- Detergente
- Alcohol
- Glicerina
- Carne de pollo y fruta fermentada
- Estacas
- Bandejas de plástico
- Bolsas plásticas grandes
- Pala
- Machete
- Envases pequeños.
3.3.2. Equipos
- Cámara fotográfica
- Microscopio
- Laptop TOSHIBA
3.4. Metodología
3.4.1. Metodología de colecta
Al igual que las anteriores comunidades, la metodología de colecta se define en base a los objetivos del estudio y en base a los sustratos disponibles en los diferentes ecosistemas terrestres. Teniendo en cuenta que se tomaron dos tramos, de las cuales están formadas por dos ecosistemas, la primera siendo de pastizal y la otra de purma. Es por ello la importancia de conservar su ecosistema y calidad, por encontrarse la más extensa biodiversidad de recursos, de acuerdo a lo verificado en el campo.
3.4.2. Método de muestreo
Ciertos protocolos requieren que se defina el área de muestreo sobre la superficie de los árboles. Algunos envases o bolsas de papel se pueden usar para colectar especímenes que se puedan estudiar más a fondo. Se puede utilizar una cámara para tomar nota de la información relacionada al sitio de estudio. Se puede usar equipo de GPS para ubicar los sitios de muestreo.
3.4.3. Técnicas realizadas para la recolección de las muestra
3.4.3.1. Método de monolito del suelo
Primero se marcó la posición del monolito (un cuadrado de 20 X 20 cm), luego se realizó una zanja alrededor del cuadrado sin causar muchas alteraciones, y se extrajo el monolito.
Después el monolito extraído se colocó en una bolsa plástica; en este caso un costal, luego fue llevado al laboratorio, para la respectiva revisión del micro fauna, el cual fue a mano en unos recipientes plásticos con ayuda de pinzas y guantes.
Después de haber realizado la revisión, todo el micro fauna extraída se le colocó en unos envases con una dilución de alcohol con agua. Por último se realizó su respectiva clasificación taxonómica.
Este método se aplicó en las 2 zonas de estudio; de la Estación Meteorológica de tulumayo perteneciente a la Universidad Nacional Agraria de la Selva en la ciudad de Tingo María.
3.4.3.2. Método de trampa por caída con atrayente
La trampa de caída está conformada por un recipiente de plástico de forma circular que se entierra al ras del suelo; el principio de esta trampa consiste en atrapar la macrofauna que pasan sobre ella y caen en su interior; el atrayente (carne de pollo y fruta fermentada) es el que hace que la macrofauna llegue a las trampas con mayor facilidad.
Una vez enterrado los recipientes se debe llenar hasta un 80 % con una dilución de detergente con agua; después se ubica el atrayente (carne de pollo y fruta fermentada) como se muestra en la figura 1; luego se vuelve 24 Horas después para su respectivo monitoreo de la macrofauna atrapada.
Por último se hace su evaluación de las especies atrapadas en el gabinete.
Este método se aplicó en las 2 zonas de estudio; de la Estación Meteorológica de tulumayo perteneciente a la Universidad Nacional Agraria de la Selva en la ciudad de Tingo María.
3.4.3.3. Método de trampa por caída con atrayente
La trampa de caída está conformada por un recipiente de plástico de forma circular que se entierra al ras del suelo; el principio de esta trampa
3.4.3.4. Metodo de trampa por caída con atrayente
La trampa de caída está conformada por un recipiente de plástico de forma circular que se entierra al ras del suelo; el principio de esta trampa consiste en atrapar la macrofauna que pasan sobre ella y caen en su interior; el atrayente (carne de pollo y fruta fermentada) es el que hace que la macrofauna llegue a las trampas con mayor facilidad.
Una vez enterrado los recipientes se debe llenar hasta un 80 % con una dilución de detergente con agua; después se ubica el atrayente (carne de pollo y fruta fermentada) como se muestra en la figura 1; luego se vuelve 24 Horas después para su respectivo monitoreo de la macrofauna atrapada.
Por último se hace su evaluación de las especies atrapadas en el gabinete.
La ilustración era eliminado a causa de derecho de autor
Figura 7. Modelo de trampa por caída con atrayente.
3.4.4. Preservación y etiquetado
Las muestras deben conservarse en alcohol etílico al 70%. La cantidad utilizada del preservante debe ser la suficiente para que cubra toda la muestra colectada. Los frascos deben estar rotulados, etiquetados con datos de localidad, cuenca, fecha, tipo de sustrato, colector.
3.4.5. Trabajo en gabinete
En gabinete se trabajó con los datos obtenidos de las distintas técnicas realizadas; en este caso las técnicas usadas fueron:
- T2: Técnica de cuadrantes
- T3: Técnica de trampas por caída con atrayente
3.4.6. Técnica de análisis
Las muestras colectadas se colocan en bandejas blancas, bien iluminadas, y con la ayuda de pinzas de aluminio de punta fina se procede a la separación de los organismos. El sedimento se va removiendo cuidadosamente de un extremo a otro de la bandeja, hasta asegurarse de que no queden organismos. Debe tenerse en cuenta que cuando no se tiene suficiente experiencia muchos organismos pueden pasar inadvertidos, bien sea por su tamaño o por estar camuflados con los restos de vegetación o sustratos minerales. Este trabajo debe ser realizado o supervisado por personas debidamente capacitadas.
a) Cualitativo
Se realizó su respectiva identificación de los organismos debe ser hasta el nivel taxonómico más bajo posible, sin embargo, en la mayoría de casos se puede determinar hasta el rango de familia o género. Mediante el método de observación y clasificación con la ayuda de bases de datos de entomología y de libros de clasificación taxonómica.
b) Cuantitativo
Luego de la identificación se realiza un conteo de todos los organismos de la muestra, teniendo en cuenta el área total de la colecta.
3.4.7. Determinación de macro invertebrados terrestre
La determinación y conteo de los macro invertebrados terrestre se realizó en el laboratorio de microbiología ambiental de la Universidad Nacional Agraria de la Selva.
3.4.8. Cálculos de la diversidad alfa
Para el cálculo de la diversidad alfa se usó los siguientes programas estadísticos:
- Past
- Pimer 7
Los índices evaluados para la diversidad alfa fueron: Indice de dominancia de Simpson, índice de equidad de Pielou y el índice de ShannonWiener.
3.4.9. Cálculos de la diversidad beta
Para el cálculo de la diversidad beta se usó el siguiente programa:
- Past
Los índices evaluados para la diversidad beta fueron: Los índices de Jaccard y el índice de wittaker.
3.4.10. Cálculos para el análisis estadístico
El análisis estadístico respectivo de comparación de dos muestras se llevó a cabo con el programa Statgraphics Centurion.
IV. RESULTADOS
4.1. Taxonomía de las especies
Cuadro 1. Especies encontradas en cada transecto en el purma.
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Fuente: Elaboración propia
Cuadro 2. Especies encontradas en cada transecto en el pastizal.
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Fuente: Elaboración propia
4.2.
Diversidad alfa de las especies
Cuadro 3. índices de diversidad de un ecosistema purma
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Fuente: Elaboración propia
Cuadro 4. índices de diversidad de un ecosistema de pastizal
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Fuente: Elaboración propia
Cuadro 5. índices de diversidad alfa en purma y pastizal
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Fuente: Elaboración propia
4.3 Diversidad beta de las especies
Cuadro 6. índices de diversidad beta
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Fuente: Elaboración propia
4.4. Dominancia de las especies
figura 1. Dominancia de especies en un ecosistema purma y pastizal
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Figura 8. Dominancia de las especies de un ecosistema purma y pastizal
4.5. Análisis estadístico de los datos
Cuadro 7. Análisis estadístico de un ecosistema de purma y pastizal
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Fuente: Elaboración propia
4.6. Prueba de T para los datos
Cuadro 8. Prueba para una muestra a un 95% de confianza
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
Fuente: Elaboración propia
V. DISCUSIÓN
En el cuadro 1, se observa que en el ecosistema purma fueron halladas aproximadamente 5 familias, número que se diferencia significativamente del ecosistema Pastizal en el cual se hallaron 7 familias. No obstante, en el cuadro destacan las familias Acrididae, Blaberidae, Blattidae, Formicidae, lombricidae y termitidae por haberse hallados en ambos tipos de ecosistemas. Siendo clasificadas estar por Fonte (2012), como especies estenoicas, puesto que son tolerantes a altos rangos de amplitud, lo que facilita su tolerancia a la modificación/alteración respecto a un factor cualquiera del medio que habita
De las muestras recogidas en cada tipo de ecosistema, siendo el ecosistema purma el ecosistema donde mayor número de especies se encontró con un aproximado de 181 individuos reunidas en 5 especies, las mismas que a su vez se encontraban dentro de 15 familias; a diferencia del ecosistema pastizal en el que se hallaron 112 individuos de 7 especies reunidos en 10 familias. Según Becker (1992) estos datos estarían estrechamente influenciados por la influencia antropogénica existente en los ecosistemas evaluados, puesto que la notable diferencia de la diversidad de especies entre uno y otro ecosistema se debe a la alteración de los factores que le servirían para su reproducción, crecimiento, entre otros.
Según Márquez (2005), la dominancia de especies en un ecosistema, es el reflejo de las condiciones hospederas de ese ecosistema, es decir las condiciones que favorecerían el correcto desarrollo de sus habitantes, es así que se muestra en la práctica desarrollada que el ecosistema con mayor dominancia de especies es el ecosistema Purma, debido a que este es un ecosistema que no presenta mucha actividad antropogénica sus condiciones ambientales; a diferencia del ecosistema pastizal
El cuadro 7 contiene el resumen estadístico para las dos muestras de datos. De particular interés son el sesgo estandarizado y la curtosis estandarizada que pueden usarse para comparar si las muestras provienen de distribuciones normales. Valores de estos estadísticos fuera del rango de -2 a+2 indican desviaciones significativas de la normalidad, lo que tendería a invalidar las pruebas que comparan las desviaciones estándar. En este caso, ambas muestras tienen valores de sesgo estandarizado fuera del rango normal. Ambas muestras tienen valores de curtosis estandarizada fuera del rango normal
Analizando la figura 1, se observa una diferencia significativa en cuanto a la proporción de las taxas halladas en cada ecosistema, hecho que se refleja con el análisis estadístico realizado mediante la Prueba de Kolmogorov, puesto que debido a que el valor-P es menor que 0.05, existe una diferencia estadísticamente significativa entre las dos distribuciones con un nivel de confianza del 95.0%.
VI. CONCLUSIÓN
- k Se encontró un total de 5 especies para el ecosistema purma y un total de 7 especies para el ecosistema pastizal.Así mismo se encontró un total de individuos de 181 para el ecosistema Purma y 112 individuos para el ecosistema pastizal.
- k En cuanto a la diversidad alfa en el ecosistema purma se determinó un índice de Shannon de 0.6709, el mismo que se obtiene al evaluarlo con los programas de diversidad "Past". Lo mismo sucede con el índice de equidad, con un valor de 0.4168, al compararlo con los programas de diversidad la diferencia no es significativa.
- k Se determinó la diversidad alfa en el ecosistema pastizal a través del índice de Shannon con un valor de 1.618 y el índice de equidad con un valor de 0.8314, resultados que fueron contrastados con los obtenidos con los programa de diversidad "Past" y Para el índice de Shannon se obtuvo el mismo valor, sin embargo para el índice de equidad la diferencia es de 0.7, no es significativa.
- k Para el índice de diversidad beta, se utilizó el programa "Past", del cual se obtuvo un valor de 0.16667 con los índices de Whittaker y Harrinson principalmente.
- k En el análisis estadístico, se obtuvo una desviación estándar de 58.5662 para el purma y 15.42293 para el pastizal. En la prueba de medias se acepta la hipótesis alternante, es decir, existe una diferencia significativa entre ambos ecosistemas a un 95% de nivel de confianza.
VII. RECOMENDACIONES
7.1. RECOMENDACIONES DE COLECTA:
- Llevar un morral, mochila o bolsa que permita transportar los distintos recipientes cómodamente.
- Observar detenidamente el lugar de colecta.
- Llevar cuaderno de apuntes para registrar fecha, lugar y cómo se colectó el material.
- Colectar solamente los ejemplares necesarios.
- Evitar el contacto directo con los animales que puedan ser peligrosos.
- Utilizar distintos frascos para insectos de diferentes tamaños.
- Al utilizar frascos mortíferos no aspirar los vapores emergentes.
- Dejar el lugar de colecta igual como lo encontramos.
7.2. RECOMENDACIONES DE CONSERVACIÓN:
- Rotular todo el material colectado.
- No trasladar el material en los frascos mortíferos durante largos períodos. Traspasarlos a camas entomológicas y acomodar sus apéndices antes que se endurezcan.
- No conviene guardar muchos individuos dentro de un mismo recipiente; puede que se enreden arruinando el material.
- Recordar que los arácnidos, miriápodos y crustáceos se conservan en líquidos conservantes, nunca en seco.
7.3. RECOMENDACIONES DE PRESENTACION:
- Los rótulos siempre deben estar escritos con tinta documental o lápiz de grafito.
- El rótulo siempre debe estar junto con el ejemplar, y si éste se conserva húmedo debe estar dentro del frasco o tubo.
- El rótulo siempre debe contener información de localidad
VIII. REFERENCIAS BIBLIOBRAFICAS
CASTRO, s. 2009. Evaluación del estado actual de la macrofauna edàfica en el área experimental de la cantera Soratama, Bogotá, D.c. Pontificia Universidad Javeriana. 84p.
CORONADO, j. 2010. LA MESOFAUNA Y MACROFAUNA EN RELACIONA LAS PROPIEDADES FÍSICAS Y QUÍMICAS DEL SUELO DE EX COCAL Y BOSQUE SECUNDARIO EN EL SECTOR DE LOS MILAGROS. Universidad nacional agraria de la selva. 91 p.
ESCOBEDO, c., TORRE, c., ALVARADO, A., GARCÍA, c., CASTOLO, E. 2016. Macrofauna edàfica, un indicador de salud de los suelos. Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo (CIMMYT).9p.
FONTE, A., 2012. Artrópodos. XV Congreso Ibérico de Entomología. Ed. Gráfica Uh. 204 p.
MARQUEZ, J., 2005. Técnicas de colecta y preservación de insectos. En Pachuca, Hidalgo - México. Boletín Sociedad Entomológica Aragonesa, Pachuca. 35(1). 385-408.
MORENO, c., 2001. Métodos para medir la biodiversidad. Departamento de Biodiversidad y Biología Evolutiva. España. Ed. Gorfi, S.A. 83 p.
IX. ANEXO
SEÑALANDO LOS PUNTOS DE MUESTREO DE MACROINVERTEBRADOS
Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten
- Citation du texte
- AURORA PALACIN FALCON (Auteur), 2018, Determinación de los Bioindicadores de Suelo en los Ecosistemas Purma y Pastizal, Munich, GRIN Verlag, https://www.grin.com/document/434758
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