Medizinisch-naturwissenschaftliche, rechtliche und ethische Aspekte der Präimplantationsdiagnostik

Mémoire (de fin d'études) , 2008 , 124 Pages , Note: 1,1

Biologie - Génétique / Génie Génétique

Bei der modernen vorgeburtliche Diagnostikmethode werden extrakorporal erzeugten Embryonen Zellen entnommen und genetisch untersucht. Diese Technik ist jedoch in Deutschland verboten. Ziel der Arbeit war es jegliche Aspekte dieses Verfahrens zu beleuchten und vor allem ethisch zu hinterfragen.

Inhaltsverzeichnis

Abkürzungsverzeichnis

Abbildungsverzeichnis

Tabellenverzeichnis

1 EINLEITUNG

2 MEDIZINISCH-NATURWISSENSCHAFTLICHE GRUNDLAGEN
2.1 Erkenntnisse der Humanembryologie
2.1.1 Überblick über die frühe Embryonalentwicklung
2.1.2 Zur Totipotenz der embryonalen Zellen
2.2 Darstellung der Methoden der Präimplantationsdiagnostik (PID)
2.2.1 Extrakorporale Befruchtung
2.2.2 Embryobiopsie
2.2.3 Polkörperbiopsie der Eizelle
2.2.4 Molekulargenetische Diagnostik im Rahmen der PID
2.2.5 Embryotransfer
2.2.6 Pränatale Diagnostik (PND)
2.3 Anwendungsgebiete der PID
2.3.1 Exkurs: Erbgänge und Chromosomenstörungen
2.3.2 Monogene Erbkrankheiten
2.3.3 Chromosomal bedingte Krankheiten und altersbedingte Aneuploidien
2.3.4 Männliche Fruchtbarkeitsstörungen und Intrazytoplasmatische Spermieninjektion
2.3.5 Geschlechtsselektion und „Family balancing“
2.3.6 Medizinische Selektion - Auswahl immunkompatibler Embryonen (HLA-Matching)
2.3.7 Selektion von Kindern mit genetisch bedingten Krankheiten aufgrund des Elternwunsches
2.3.8 Prädiktive Gendiagnostik
2.3.9 PID nach präkonzeptionellen Reihenuntersuchungen (Screening)
2.3.10 Exkurs: Heterozygotenproblematik bei der PID
2.3.11 Mögliche zukünftige Anwendungsgebiete
2.4 Risiken und Probleme der In-vitro-Fertilisation (IVF) / Intrazytoplasmatische Spermieninjektion (ICSI) und PID
2.4.1 Risiken und Probleme der IVF/ICSI
2.4.2 Spezifische Risiken und Probleme der PID
2.5 Aktuelle Statistik des ESHRE PGD Consortiums zur PID
2.6 Zusammenfassung

3 RECHTSWISSENSCHAFTLICHER TEIL
3.1 Die Rechtslage in Deutschland
3.1.1 Ziele und Inhalte des deutschen Embryonenschutzgesetzes (ESchG)
3.1.2 Interpretation des ESchG in Bezug auf die PID
3.1.3 Zur Frage des Wertungswiderspruchs zwischen ESchG und der Schwangerschaftsabbruchsregelung gemäß den §§ 218ff. StGB
3.1.4 Der verankerte Schutz des frühen menschlichen Lebewesens im Grundgesetz.
3.2 Die Rechtssituation in Großbritannien
3.3 Die Rechtssprechung in Italien
3.4 Die rechtliche Lage in Belgien
3.5 Die rechtliche Situation in Israel
3.6 Die Rechtslage in den USA
3.7 Zusammenfassung und Fazit

4 ETHISCHE DISKUSSION
4.1 Positionen in der Debatte um den moralischen Status des Embryos
4.1.1 Der Embryo besitzt vom Beginn seiner Entwicklung an ein uneingeschränktes Lebensrecht
4.1.2 Die Schutzwürdigkeit des Embryos steigt mit fortschreitender Entwicklung
4.1.3 Der frühe Embryo ist nur ein Zellhaufen, der keine eigenen Schutzrechte hat
4.1.4 Bedeutung der verschiedenen Positionen für die PID
4.1.5 Zusammenfassung und Fazit
4.2 Diskussion der Argumente für und gegen eine Zulassung der PID
4.2.1 Argumente für eine Zulassung der PID
4.2.2 Argumente gegen eine Zulassung der PID
4.3 Zusammenfassung und Fazit

5 SCHLUSSBETRACHTUNG

Allgemeines Glossar

Glossar der für die PID bedeutsamen Krankheiten (Auswahl)

Literaturverzeichnis

Abkürzungsverzeichnis

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildungsverzeichnis

Abbildung 1: Von der Ovulation bis zur Einnistung des Embryos in die Gebärmutter

Abbildung 2: Frühe Stadien der Embryonalentwicklung

Abbildung 3: Perforation der Zona pellucida mit Säure und anschließende Zellentnahme durch Aspiration

Abbildung 4: Eizellreifung und Entstehung der Polkörperchen

Abbildung 5: Biopsie des 1. Polkörperchens

Abbildung 6: Schematische Darstellung der Chorionzottenbiopsie und Amniozentese

Abbildung 7: Entstehung einer Aneuploidie durch meiotische und mitotische Nondisjunction

Tabellenverzeichnis

Tabelle 1: Verschiedene Verfahren der PND

Tabelle 2: Zustandsformen von Genen und ihre Konsequenzen für die genotypische Vererbung

Tabelle 3: Monogene Erbgänge, deren Eigenschaften und den damit verbundenen Krankheiten

Tabelle 4: Chromosomenstörungen und damit einhergende Krankheiten (Syndrome)

Tabelle 5: Internationale Erhebung des ESHRE PGD Consortiums zur PID im Jahr 2004

1 EINLEITUNG

„Kinder ohne Fehler?“ Die Präimplantationsdiagnostik macht es möglich!

Die vorliegende Arbeit setzt sich mit den medizinisch-naturwissenschaftlichen, rechtlichen und ethischen Aspekten der Präimplantationsdiagnostik (PID) auseinander. Mit diesem Verfahren steht seit Ende der achtziger Jahre eine weitere Technik vorgeburtlicher Diagnostik zur Verfügung. Während die Pränataldiagnostik (PND) mittlerweile zum Routineangebot bei der Schwangerschaftsvorsorge geworden ist, wird über die Zulassung der PID äußerst kontrovers diskutiert.

Mit Hilfe der PID können frühe Embryonen, die durch künstliche Befruchtung erzeugt wurden, bereits vor der Übertragung in den Mutterleib genetisch untersucht werden. Anders als bei der PND lassen sich daher genetische Belastungen schon vor der Etablierung einer Schwangerschaft feststellen. Die PID verspricht daher, eine Alternative zur PND zu sein, da mit Hilfe dieses Verfahrens die für die Frau psychisch und physisch belastenden Schwangerschaftsabbrüche verhindert werden könnten.

Bei dieser Technik werden extrakorporal erzeugten Embryonen - meist im 6- bis 10-Zell-Stadium - ein bis zwei Zellen entnommen und genetisch untersucht. Diejenigen Embryonen, die keinen genetischen ’Defekt’ aufweisen, werden in den Mutterleib übertragen. Genetisch belastete Embryonen werden verworfen. Im Gegensatz zur PND geht es daher bei der PID nicht um die Frage der Fortführung einer bestehenden Schwangerschaft. Es erfolgt vielmehr eine Selektion unter mehreren extrakorporal erzeugten Embryonen. Dabei werden diejenigen Embryonen vernichtet, die die gewünschten Merkmale nicht aufweisen.

In einigen europäischen und außereuropäischen Ländern wird die PID bereits praktiziert. In Deutschland wird jedoch mehrheitlich die Auffassung vertreten, dass die PID aufgrund der Unverträglichkeit mit dem deutschen Embryonenschutzgesetz (ESchG) verboten ist. Dieses Verfahren ist also hierzulande äußerst umstritten, nicht zuletzt auch aufgrund der Erfahrungen aus der deutschen Geschichte.

Befürworter sehen in der PID lediglich eine zeitlich vorgelagerte PND und befürchten keine weitreichenden Konsequenzen für die Gesellschaft mit der Zulassung dieses Verfahrens. Gegner betrachten die PID hingegen als „Türöffnertechnik“ für die verbrauchende Embryonenforschung und Keimbahntherapie. Weiterhin befürchten sie aufgrund der Auswahl früher Embryonen einen Einstieg in eine echte Eugenik. Immer wieder ist beispielsweise von „Kindern nach Maß“ oder „Designer-Babys“ die Rede. Nicht zuletzt wird die PID auch aufgrund der Notwendigkeit der In-vitro-Fertilisiation (IVF) kritisch betrachtet, da die extrakorporale Befruchtung für die Frau physisch und psychisch sehr belastend ist.

Ziel der vorliegenden Arbeit ist es, das Verfahren der PID aus möglichst vielen Blickwinkeln zu betrachten. Dabei sollen möglichst viele Aspekte der Debatte um die PID beleuchtet werden, um einen weitreichenden Überblick über die Problematik zu erhalten. Umfassende Informationen sind unerlässlich für die Auseinandersetzung mit dieser Thematik. Allerdings gilt es zu berücksichtigen, dass bei dem vorgegebenen Rahmen nicht auf alle Punkte detailliert eingegangen werden kann.

Die Arbeit gliedert sich in vier Teile:

Im medizinisch-naturwissenschaftlichen Teil sollen Kenntnisse der frühen Embryonalentwicklung des Menschen sowie des technischen Verfahrensablaufes und Probleme, die mit dieser Technik verbunden sind, erworben werden. Dies stellt die Voraussetzung für das Verständnis der vielschichtigen rechtlichen und ethischen Problematik dar. Daher ist zunächst auf die Erkenntnisse der Humanembryolgie einzugehen. Anschließend werden Ablauf, Anwendungsgebiete und Risiken des Verfahrens erläutert. Der Leser soll also in die Problematik eingeführt werden.

Der juristische Teil widmet sich der Rechtslage in Deutschland sowie in Großbritannien, Italien, Belgien, Israel und den USA. In diesem Teil soll ein Überblick über den in verschiedenen Ländern unterschiedlich gehandhabten Embryonenschutz gegeben werden. Nach einer Darstellung über Ziele und Inhalte des deutschen Embryonenschutzgesetzes werden die für die PID bedeutenden Paragraphen dieses Gesetzes erläutert. Dadurch soll untersucht werden, ob die PID nach dem geltenden Embryonenschutzgesetz verboten ist oder nicht, da es an einer ausdrücklichen Regelung dieses Verfahrens fehlt. Anschließend wird noch auf die Rechtssituation in anderen ausgewählten Ländern eingegangen, um die Unterschiede im Umgang mit menschlichen Embryonen zu verdeutlichen.

Schließlich soll sich der ethische Teil mit der vielschichtigen ethischen Problematik dieses Verfahrens beschäftigen. Dabei steht insbesondere der moralische Status menschlicher Embryonen im Vordergrund, da die ethische Bewertung der PID v.a. davon abhängt, welche Schutzwürdigkeit einem frühen Embryo zugeschrieben wird. In diesem Teil sollen daher die Grundpositionen in der Debatte um den moralischen Status des Embryos erläutert werden. Anschließend erfolgt ein Überblick über die verschiedenen Argumente für und gegen die Zulassung der PID. Diese sollen der Reihe nach kurz diskutiert werden. Auch werden Alternativen zur PID vorgestellt und diskutiert.

In der Schlussbetrachtung sollen die gewonnen Erkenntnisse dann noch einmal aufgegriffen, eine Schlussbilanz gezogen und Möglichkeiten für die Regulierung der PID bei einer Einführung in Deutschland aufgezeigt werden.

Ich hoffe, dass die vorliegende Arbeit einige Anregungen für den Umgang mit dieser modernen vorgeburtlichen Diagnostikmethode liefern kann und etwas zur Diskussion über die Zulässigkeit dieses Verfahrens beiträgt.

2 MEDIZINISCH-NATURWISSENSCHAFTLICHE GRUNDLAGEN

Zum besseren Verständnis der juristischen und ethischen Problematik soll zunächst auf die medizinisch-naturwissenschaftlichen Grundlagen der Präimplantationsdiagnostik (nachfolgend abgekürzt mit: PID) eingegangen werden. Ein Überblick über die Frühentwicklung des Embryos, sowie Ablauf, Anwendungsgebiete und Risiken der PID, sind für die Identifikation der Problematik von elementarer Bedeutung. Es soll daher kurz die frühe Embryonalentwicklung dargestellt werden. Anschließend werden Methoden, Anwendungsgebiete und Probleme der PID vorgestellt.

2.1 Erkenntnisse der Humanembryologie

Die Kenntnis der Embryonalentwicklung bis zur erfolgreichen Einnistung des Embryos in die Gebärmutter ist hilfreich, um den Ablauf der PID besser zu verstehen. Zudem kann die juristische und ethische Diskussion leichter erfasst werden. Ein Grundverständnis über die frühe Embryogenese des Menschen ist auch notwendig, um die Debatte des moralischen Status des Embryos besser nachvollziehen zu können. Des Weiteren steht im Mittelpunkt der Diskussion die Frage nach der Totipotenz der biopsierten Embryonalzellen, da eine Entnahme von totipotenten Zellen nach dem deutschen Embryonenschutzgesetz (nachfolgend abgekürzt mit: ESchG) derzeit verboten ist. Näheres zu den einzelnen Diskussionspunkten findet sich im juristischen und ethischen Teil der Diplomarbeit.

2.1.1 Überblick über die frühe Embryonalentwicklung

Die erste Woche der Embryonalentwicklung dauert sechs Tage und reicht vom Eisprung (Ovulation) in den beiden Eierstöcken (Ovarien) bis zur Einnistung (Implantation oder Nidation) des Embryos in die Gebärmutter (vgl. Drews 1993, 50). Eine Übersicht über die ersten Phasen der Embryonalentwicklung bis zur Implantation findet sich in Abbildung 1.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 1: Von der Ovulation bis zur Einnistung des Embryos in die Gebärmutter (Quelle: Drews, Taschenatlas der Embryologie 1993, 51)

Jeder Eierstock enthält zahlreiche Follikel. Ab der Pubertät reift in jedem Menstruationszyklus der Frau ein Follikel heran und entlässt die Eizelle (Oozyte) in den Eileiter (Tube). Diesen Vorgang des Eisprungs nennt man Ovulation. Durch Kontraktionen der Tubenmuskulatur und mit Hilfe eines Filmmerepithels werden die Eizellen (und später auch der Embryo) in Richtung Gebärmutter transportiert (vgl. Faller/Schünke 1999, 493). Die Befruchtung erfolgt durch die Aufnahme des Spermiums in die Eizelle. Sobald das Spermium in die Eizelle eingedrungen ist, wird die Eihülle (Zona pellucida) für weitere Spermien undurchlässig (vgl. ebd., 509).

Die haploiden Zellkerne beider Zellen entwickeln sich anschließend zu den sogenannten männlichen und weiblichen Vorkernen (Vorkernstadium) und liegen im Zytoplasma der Eizelle nebeneinander vor. Anschließend verdoppelt sich der Chromosomensatz der beiden Vorkerne, ihre Kernmembranen lösen sich auf (Kernverschmelzung) und die Chromosomen ordnen sich auf einer gemeinsamen Teilungsspindel an (vgl. Drews 1993, 50). Nach dem ESchG beginnt mit der Kernverschmelzung die Schutzwürdigkeit des Embryos (vgl. ESchG § 8 Abs.1). Nähere Ausführungen hierzu finden sich im juristischen Teil der Diplomarbeit, sowie in den Ausführungen unter 2.1.2 („Zur Totipotenz der embryonalen Zellen“).

Eine „Verschmelzung“ der beiden Vorkerne findet jedoch nicht statt. Vielmehr lösen sich die aneinander liegenden Kernmembranen der Vorkerne auf und die mütterlichen und väterlichen Chromosomen ordnen sich auf dem Spindelapparat in der Äquatorialebene an (vgl. Beier 2002, 352). Unmittelbar danach findet die Zellteilung statt. Erst dann ist die Vereinigung des mütterlichen und väterlichen Erbmaterials abgeschlossen (vgl. Campbell 2000, 1055).

Etwa 24 Stunden nach der Befruchtung fängt die Zygote an, sich zu teilen - diesen Vorgang nennt man Furchung (vgl. ebd., 1040). Diese besondere Form der Zellteilung (Furchungsteilung) untergliedert den Keim in zahlreiche Zellen (Blastomeren genannt), wobei die Gesamtmasse des Embryos erhalten bleibt. Mit jeder Teilung werden die Zellen immer kleiner. Aus der ersten mitotischen Zellteilung gehen zwei Tochterzellen hervor (2-Zell-Stadium). Während des Transportes durch den Eileiter zur Gebärmutter setzen sich die Furchungsteilungen fort (vgl. Drews 1993, 50-51; Faller/Schünke 1999, 506-13; Campbell 2000,1039-40; Beier 2002, 352-54). Ein Überblick über die frühen Furchungsstadien liefert Abbildung 2 auf der folgenden Seite.

Der Embryo befindet sich ungefähr im 16-Zell-Stadium (auch Morula genannt), wenn er drei bis vier Tage nach der Befruchtung die Gebärmutter erreicht. Ab diesem Zeitpunkt beginnen sich die Zellen zu differenzieren und verlieren ihre Totipotenz (vgl.ebd.), d.h. die Fähigkeit, sich zu einem vollständigen Individuum zu entwickeln (vgl. Springer Lexikon Medizin 2004, 1139). Nähere Erläuterungen zur Totipotenz, v.a. für die Bedeutung der PID, vgl. die Ausführungen unter 2.1.2 („Zur Totipotenz der embryonalen Zellen“), sowie im juristischen und ethischen Teil der Diplomarbeit.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 2: Frühe Stadien der Embryonalentwicklung

(Quelle: Drews, Taschenatlas der Embryologie 1993, 51)

Mit der fünften Furchungsteilung, vier bis fünf Tage nach der Befruchtung, hat sich eine Hohlkugel gebildet, die Blastozyste. Die Zellen umschließen einen flüssigkeitsgefüllten Hohlraum. Die äußeren Zellen werden Trophoblastzellen genannt. Aus ihnen entwickelt sich später die Plazenta. Eine innere Zellansammlung, die Embryoblastzellen, bildet im Laufe der Entwicklung den eigentlichen Embryo. Etwa sechs Tage nach der Befruchtung „schlüpft“ der Embryo aus seiner Eihülle und beginnt mit der Einnistung in die Gebärmutterschleimhaut (vgl. Drews 1993, 50-51; Faller/Schünke 1999, 506-13; Campbell 2000,1039-40; Beier 2002, 352-54).

2.1.2 Zur Totipotenz der embryonalen Zellen

Totipotente Zellen haben die Fähigkeit, sich zu einem vollständigen Organismus zu entwickeln (vgl. Springer Lexikon Medizin 2004, 1139). Im Gegensatz dazu haben pluripotente Zellen diese Eigenschaft verloren. Sie können sich zwar noch in verschiedene Zelltypen differenzieren, jedoch nicht mehr zu einem ganzen Individuum heranreifen (vgl. Beier 2002, 357).

Der Begriff der Totipotenz kann nach dem Embryologen Beier (1999, 24) auf unterschiedliche Kompartimente bzw. auf unterschiedliche zellbiologische oder histologische Einheiten bezogen werden. Er unterscheidet je nach Fragestellung zwischen der Totipotenz eines Zellkerns, der Totipotenz einer Zelle, sowie der Totipotenz eines umschriebenen Gewebeverbandes. Im Zusammenhang mit der PID ist jedoch ausschließlich die Totipotenz der Embryonalzellen von Bedeutung (vgl. dazu auch die Ausführungen unter 2.2 „Darstellung der Methoden der PID“).

Zur Durchführung der PID ist die Entnahme einer oder zweier embryonaler Zellen erforderlich. Bei der Untersuchung des Erbmaterials werden die entnommenen Zellen unvermeidlich zerstört (vgl. NER 2003, 80).

Handelt es sich dabei um totipotente Zellen, verbietet das ESchG die Diagnostik an diesen Zellen (vgl. Mieth 2002, 164-65). Nach § 8 Abs.1 ESchG gilt „bereits die befruchtete, entwicklungsfähige menschliche Eizelle vom Zeitpunkt der Kernverschmelzung an, ferner jede einem Embryo entnommene totipotente Zelle, die sich bei Vorliegen der dafür erforderlichen weiteren Voraussetzungen zu teilen und zu einem Individuum zu entwickeln vermag“, als Embryo. Die Vernichtung solcher Zellen wird also im Prinzip mit der Zerstörung eines Embryos gleichgesetzt.

Es stellt sich nun jedoch die Frage, bis zu welchem Zeitpunkt der Embryonalentwicklung die Zellen eines Embryos als totipotent einzustufen sind und in diesem Zusammenhang, ob die bei der PID entnommenen Embryonalzellen noch Totipotenz aufweisen. Der Gesetzgeber hat hier den Begriff Totipotenz eingeführt, ohne jedoch festzulegen, was dieser überhaupt genau beinhaltet und wann embryonale Zellen ihre Fähigkeit zur Totipotenz verlieren (vgl. Beier 1999, 23; Kollek 2002, 65).

Mehrere Arbeitsgruppen im Ausland, v.a. in England und den USA, beschäftigten sich mit der Forschung zur Totipotenz an embryonalen Zellen (vgl. Beier 1999, 27-32; Beier 2002, 354-55). In diesen Ländern ist, im Gegensatz zu Deutschland, verbrauchende Embryonenforschung erlaubt. Nähere Ausführungen finden sich im juristischen Teil der Diplomarbeit.

Die Ergebnisse der ausländischen Studien werden dahingehend interpretiert, dass der Verlust der Totipotenz sich nicht auf einen bestimmten Zeitpunkt festlegen lässt, sondern mit der zunehmenden Aktivierung des embryonalen Genoms einhergeht (vgl. Kollek 2002, 67-69). Eine Aktivierung der Genexpression wird zwischen dem 4- und 8-Zell-Stadium beobachtet (vgl. Rager 1998, 70-72). Daraus folgt, dass embryonale Zellen im 2- und 4-Zell-Stadium noch als totipotent gelten. Im 8-Zell-Stadium hingegen weisen nicht mehr alle Zellen Totipotenz auf. Nach den vorhandenen Forschungsergebnissen ist also davon auszugehen, dass der Verlust der Totipotenz zwischen dem 6- bis 10-Zell-Stadium anzusetzen ist, d.h. mit zunehmender Differenzierung der Blastomeren in Trophoblastund Embryoblastzellen. Spätere Entwicklungsstadien sind mit aller Wahrscheinlichkeit nicht mehr totipotent (vgl. Beier 1999, 32-33).

Bei der PID werden meist Embryonen des 6- bis 10-Zell-Stadiums zur Diagnostik herangezogen. Diese können also laut der vorhandenen Untersuchungergebnisse noch totipotent sein. Es lässt sich also für die künftige Entwicklung der PID in Deutschland festhalten, dass eine Diagnostik nach dem ESchG zulässig werden dürfte, wenn die dafür benötigten Zellen aus Embryonen entnommen werden, die deutlich mehr als acht Zellen aufweisen (z.B. Embryonen im Blastozystenstadium) (vgl. Beier 1999, 33). Nähere Erläuterungen zum Ablauf der PID werden nun im folgenden Kapitel dargestellt.

2.2 Darstellung der Methoden der PID

Im folgenden Kapitel werden die verschiedenen Arbeitsschritte erläutert, die im Rahmen der PID erforderlich sind. Diese reichen von der extrakorporalen Befruchtung als Voraussetzung für die PID über die Embryobiopsie (Entnahme von Embryonalzellen), sowie über die molekulargenetische Diagnostik der entnommenen Zellen bis hin zum Embryotransfer in den Körper der Frau. Abschließend wird meist zur Absicherung der Diagnose eine pränatale Diagnostik (nachfolgend abgekürzt mit: PND) durchgeführt.

Wie schon in der Einleitung angesprochen, besteht das Prinzip der PID darin, krankhafte Veränderungen des Erbmaterials schon vor der Übertragung des Embryos in den Mutterleib zu erkennen und gegebenenfalls von einem Transfer auszuschließen. Die PID kann hierbei sowohl an Embryonen, als auch an Eizellen durchgeführt werden. Im Falle der Untersuchung von Eizellen spricht man genau genommen von der präkonzeptionellen Diagnostik bzw. von der Polkörperbiopsie. Auch auf diese Diagnostikmethode soll in den folgenden Ausführungen kurz eingegangen werden. Ein vergleichender Überblick über die Unterschiede von PID und PND runden das Kapitel ab.

2.2.1 Extrakorporale Befruchtung

Eine allgemeine Voraussetzung für die PID ist die Verfügbarkeit von extrakorporal vorliegenden Embryonen. Daher gehen einer PID in einem ersten Schritt immer Techniken der extrakorporalen Befruchtung, wie der In-Vitro-Fertilisation (nachfolgend abgekürzt mit: IVF) oder der Intrazytoplasmatischen Spermieninjektion (nachfolgend abgekürzt mit: ICSI) voraus. In den folgenden Ausführungen soll zuerst auf die IVF eingegangen werden.

In jedem Menstruationszyklus der Frau reift meist nur eine Eizelle heran. Das ist für eine erfolgreiche IVF zu wenig. Auch für eine effiziente PID ist es von Bedeutung, mehrere Eizellen zur Verfügung zu haben, damit nach erfolgter Biopsie und molekulargenetischer Diagnostik eine Auswahl getroffen werden kann. Mindestens sechs morphologisch intakte Eizellen sind bei einer Arbeitsgruppe aus Brüssel Voraussetzung für die Durchführung einer PID (vgl. Vandervorst 1998, 3169-76). Um daher möglichst viele reife Eizellen zu erhalten, geht der IVF eine belastende hormonelle Stimulation voraus (vgl. Steck 2001, 108). Bei der Hormonbehandlung kann es zu gefährlichen Komplikationen kommen, wie z.B. zum lebensbedrohlichen ovariellen Hyperstimulationssyndrom (OHSS) (vgl. Harper et al. 2001, 57-58). Nähere Ausführungen zu den Risiken der IVF bzw. PID finden sich unter 2.4 („Risiken und Probleme der IVF/ICSI und PID“).

Anschließend erfolgt die Entnahme der reifen Eizellen mittels einer Hohlnadel unter Ultraschallbeobachtung. Diese werden in einem speziellen Nährmedium kultiviert. In einem nächsten Schritt werden die Spermien zu den gewonnenen Eizellen dazugegeben (Insemination). Etwa 15 bis 20 Stunden später findet eine Befruchtungskontrolle der Eizellen statt. Ungefähr 48 Stunden nach der Eizellentnahme haben sich dann 2- bis 8-zellige Embryonen gebildet (vgl. Steck 2001, 110-27).

Im Rahmen der PID wird die künstliche Befruchtung jedoch meist mittels ICSI erzielt. Diese Methode hat den Vorteil, dass die Gefahr einer Kontamination der Eizellen mit genetischem Material geringer ist. Dies ist v.a. von Bedeutung, wenn monogenetische Erbkrankheiten mittels Polymerase-Kettenreaktion nachgewiesen werden sollen. Spermienkontaminationen müssen hier weitgehend vermieden werden. Auch bei schweren männlichen Furchtbarkeitsstörungen ist ICSI die Therapie der Wahl (vgl. Harper et al. 2001, 131). Nähere Erläuterungen zur molekulargenetischen Diagnostik und Anwendung der PID, vgl. die Ausführungen unter 2.2.4 bzw. 2.3 („Molekulargenetische Diagnostik im Rahmen der PID“ bzw. „Anwendungsgebiete der PID“).

Bei der ICSI wird ein einzelnes immobilisiertes Spermium in das Zytoplasma einer Eizelle injiziert. 16 bis 18 Stunden später wird festgestellt, ob eine Befruchtung stattgefunden hat. Etwa drei Tage nach der Injektion des Spermiums lassen sich dann bei normaler Entwicklung 8-zellige Embryonen erkennen (vgl. Steck 2001, 170-83).

2.2.2 Embryobiopsie

Den im Rahmen der extrakorporalen Befruchtung gewonnenen Embryonen werden für eine nachfolgende genetische Diagnostik zuvor ein bis zwei Zellen entnommen. Erfolgt die Zellentnahme an Furchungsstadien, nennt man das Verfahren Furchungsstadiumbiopsie bzw. Blastomerbiopsie. Als Furchungsstadien bezeichnet man frühe Embryonen, bis diese etwa zehn Zellen enthalten und bevor eine Spezialisierung der Zellen eingesetzt hat (vgl. Springer Lexikon Medizin 2004, 732). Werden dagegen einem Embryo Zellen entnommen, der sich im Blastozystenstadium befindet, spricht man von der Blastozystenbiopsie. In diesem Stadium hat eine Differenzierung der Zellen in Trophoblastzellen und Embryoblastzellen bereits stattgefunden.

2.2.2.1 Blastomerbiopsie

Die Blastomerbiopsie erfolgt üblicherweise an Embryonen am dritten Tag nach der Befruchtung, d.h. wenn die Embryonen sich im 6- bis 10-Zell-Stadium (meist 8-Zell-Stadium) befinden. Dem Embryo können dabei ein bis zwei Zellen (Blastomeren) für die nachfolgende genetische Diagnostik entnommen werden (vgl. Harper et al. 2001, 133).

Das Prinzip der Blastomerbiopsie besteht in der Perforation der Eihaut (Zona pellucida), mit anschlie- ßender Entnahme der Zellen. Dabei wird der Embryo zuerst mittels einer Haltepipette angesaugt und so an der Pipette fixiert. Die anschließende Durchlöcherung der Zona pellucida erfolgt meist chemisch mit einer Säure (saure Tyrode-Lösung), kann aber auch mechanisch oder laserunterstützt erfolgen. Anschließend werden ein oder zwei Zellen mit einer saugenden Pipette (Aspirationspipette) angesaugt und durch die entstande Öffnung nach außen gezogen. Der Einsatz der Lasertechnik zur Öffnung der Zona Pellucida ist noch ein relativ neues Verfahren. Der Vorteil dieser Technik ist, dass das Loch in der Zona pellucida ganz exakt gesetzt werden kann (vgl. ebd., 141-50).

Der Ablauf der Blastomerbiopsie wird in Abbildung 3 zur besseren Veranschaulichung noch einmal dargestellt. Die Perforation der Zona pellucida, hier in Abbildung 3 oben dargestellt, erfolgt durch Benetzung mit saurer Tyrode-Lösung mit Hilfe einer Mikropipette. Nach Durchlöcherung der Zona pellucida erfolgt die Entnahme der Blastomeren durch Absaugen mit Hilfe einer Apsirationspipette, gezeigt in Abbildung 3 unten. Die saugende Haltepipette, die den Embryo festhält, befindet sich auf der Darstellung jeweils auf der linken Seite des Embryos.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 3: Perforation der Zona pellucida mit Säure und anschließende Zellentnahme durch Aspiration (Quelle: Macas/Wunder, Assistierte Reproduktion 2006, 68)

Die Entnahme von zwei Zellen wird bei der Blastomerbiopsie empfohlen. Wird nur eine Zelle entnommen, kann bei der molekulargenetischen Diagnostik keine Kontrolle der Ergebnisse erfolgen. Eine Überprüfung ist jedoch wichtig, da es bei der genetischen Diagnostik immer wieder zu Fehldiagnosen kommen kann (vgl. Harper et al. 2001, 156; Steck 2001, 230-231; Kokkali et al. 2005, 1; Kokkali et al. 2007, 1444).

Bei der Biopsie wird dem Embryo allerdings bis zu einem Viertel seiner Zellmasse entzogen. Daher können zwei Zellen nur dann entnommen werden, wenn sich der Embryo mindestens im 8-Zell- Stadium befindet. Ansonsten kann es zu Entwicklungsstörungen kommen (vgl. Hardy et al. 1990, Abstract). Nähere Erläuterungen zu den Problemen der PID, vgl. auch die Ausführungen unter 2.4 („Risiken und Probleme der IVF/ICSI und PID“).

2.2.2.2 Blastozystenbiopsie

Eine Zellentnahme kann auch im Blastozystenstadium, etwa fünf bis sechs Tage nach der Befruchtung, erfolgen. In diesem Stadium hat eine Spezialisierung in zwei verschiedene Zellarten (Embryoblastzellen und Trophoblastzellen) bereits stattgefunden. Embryonen im Blastozystenstadium bestehen am fünften Tag ungefähr aus 60 Zellen und am sechsten Tag schon aus etwa 80 Zellen (vgl. Harper et al. 2001, 156).

Bei dieser Technik werden dem Embryo Trophoblastzellen entnommen (vgl. Kokkali 2005, 1-4). Diese bilden später das Nährgewebe (Plazenta). Der Embryo selbst ist also von der Untersuchung nicht betroffen, was auch im Hinblick auf das Verbot der Entnahme von totipotenten Embryonalzellen von Bedeutung ist (vgl. hierzu auch 2.1.2 „Totipotenz der embryonalen Zellen“, sowie den juristischen Teil der Diplomarbeit).

Ein weiterer Vorteil wäre, dass dem Embryo im Blastozystenstadium mehr Zellen entnommen werden könnten (bis zu zehn Zellen), ohne dass es aufgrund des Zellverlustes zu einer Störung der Embryonalentwicklung kommt. Damit könnte sowohl die Diagnosesicherheit erhöht, als auch das diagnostische Spektrum erweitert werden (vgl. Harper et al. 2001, 156-57; Verlinsky/Kuliev 2005, 22).

Der Nachteil dieser Technik ist allerdings, dass nur wenige Embryonen das Blastozystenstadium erreichen. Eine Kultivierung in vitro bis zu diesem Stadium ist derzeit noch mit einigen Problemen verbunden und sehr aufwändig (vgl. Harper et al. 2001, 157-59; Macas/Wunder 2006, 68-69). Außerdem weisen die Zellen in diesem Stadium eine sehr geringe Größe auf und sind eng miteinander verbunden. Das macht eine Zellisolierung schwieriger, da besonders darauf geachtet werden muss, dass bei der Entnahme keine Zellen zerstört werden (vgl. Kollek 2002, 44). Diese Art der Embryobiopsie wird daher kaum praktiziert (vgl. ESHRE PGD Consortium Steering Committee 2008, 741-47).

2.2.3 Polkörperbiopsie der Eizelle

Zur genetischen Diagnostik kann auch der erste oder zweite Polkörkörper der Eizelle entnommen und anschließend untersucht werden (vgl. Harper et al. 2001, 107). Die Polkörper entstehen während der Eizellreifung (vgl. Abbildung 4).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 4: Eizellreifung und Entstehung der Polkörperchen

(Quelle: Harper et al., Preimplantation Genetic Diagnosis 2001, 83)

Diese beginnt bereits während der Embryonalentwicklung. Sogenannte Urkeimzellen teilen sich mitotisch und entwickeln sich zu diploiden Oogonien. Noch während der Embryonalentwicklung treten die Oogonien in die Prophase der ersten Reifeteilung ein und differenzieren sich damit zu primären Oozyten. Auch diese sind noch immer diploid. Die erste Reifeteilung wird anschließend in der Prophase angehalten. Die primären Oozyten verharren in einem Ruhestadium bis zum Einsatz der Pubertät. Eine primäre Oozyte reift dann pro Monat in einem der beiden Eierstöcke heran und vollendet die erste Reifeteilung. Es entstehen eine große haploide Tochterzelle, die sekundäre Oozyte und eine kleineres haploides Polkörperchen (1. Polkörper). Erst nach dem Eindringen des Spermiums findet die zweite Reifeteilung statt. Einer der beiden haploiden Chromosomensätze der Oozyte wird mit dem zweiten Polkörperchen (2. Polkörper) ausgestoßen, während die andere Hälfte des haploiden Chromosomensatzes in der Oozyte bleibt (vgl. Drews 1993, 6; Rager 1998, 64-67; Campbell 2000, 1036; Harper et al. 2001, 79-84, 107; Beier 2002, 351; Kollek 2002, 31-32; Verlinsky/Kuliev 2005, 20-21;

Macas/Wunder 2006, 63-65).

Beide Polkörperchen werden zwischen der eigentlichen Eizelle und der Zona pellucida deponiert. Von dort können sie isoliert und anschließend molekulargenetisch untersucht werden (vgl. ebd.). Nach derzeitiger Kenntnis hat eine Polkörperentnahme keine Auswirkungen auf die weitere Entwicklung der Eizelle oder Embryonalentwicklung (vgl. Verlinsky et al. 1990, Abstract; Harper et al. 2001, 141; Schmidt 2003, 30). Bei der Polkörperbiopsie wird, wie schon bei der Embryobiopsie erläutert, in einem ersten Schritt die Zona pellucida perforiert (vgl. Abbildung 5 oben links). Dies kann mechanisch, chemisch oder durch einen Laser erfolgen. Anschließend wird der Polkörper durch Aspiration aus der Eizelle entfernt (vgl. Abbildung 5 oben rechts und unten, links und rechts). Fixiert wird der Embryo ebenfalls mit einer Haltepipette (vgl. Harper et al. 2001, 141-45; Macas/Wunder 2006, 63-65).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 5: Biopsie des 1. Polkörperchens

(Quelle: Verlinsky/Kuliev, Atlas of Preimplantation Genetic Diagnosis 2005, 104)

Der erste Polkörper stellt eine Negativkopie des von der Mutter an den späteren Embryo weitergegebenen Erbmaterials dar. Wird etwa im ersten Polkörperchen der Frau ein krankhaft verändertes Allel gefunden, kann davon ausgegangen werden, dass der Eizellkern, der später mit dem väterlichen Kern zusammen das Erbgut des späteren Embryos bildet, das gesunde Allel enthält. Zur Bestätigung des Befundes (durch Entnahme und genetische Untersuchung des 1. Polkörperchens) kann der zweite Polkörper herangezogen werden, der eine exakte Kopie des Eizellkerns darstellt (vgl. Kollek 2002, 32). Durch die Entnahme beider Polkörperchen kann also die Diagnosesicherheit erhöht werden.

Die Polkörperchenbiopsie wurde bislang zur Diagnostik von monogenetischen Erbkrankheiten, Chromosomenaberrationen und chromosomalen Translokationen herangezogen (vgl. Harper et al. 2001, 141). Es können jedoch mit dieser Technik nur Aussagen zu Veränderungen des mütterlichen Erbmaterials getroffen werden. Väterlich vererbte Krankheiten können nicht erfasst werden. Ebenso kann mit dieser Methode keine Geschlechtsbestimmung erfolgen (vgl. ebd., 143-45). Dies ist v.a. dann von Bedeutung, wenn sich das für eine Erbkrankheit verantwortliche Gen auf den Geschlechtschromosomen befindet. Darüber hinaus können Chromosomenveränderungen, die erst nach der Bildung der Polkörperchen entstehen, von dieser Technik nicht erfasst werden (vgl. Nationaler Ethikrat 2003, 30; nachfolgend abgekürzt mit: NER).

Die Polkörperchendiagnostik hat aber auch einen Vorteil: sie wird im Gegensatz zur PID an der Eizelle durchgeführt, bevor eine Vorkernverschmelzung stattgefunden hat. Gemäß dem deutschen ESchG liegt ein Embryo erst ab dem Zeitpunkt der Kernverschmelzung vor. Die Beschränkungen des ESchG kommen also bei dieser Technik nicht zur Anwendung, da weder ein Embryo zerstört noch erzeugt wurde. Die Polkörperdiagnostik, die genau genommen als präkonzeptionelle Diagnostik bezeichnet wird, könnte also nach dem ESchG durchgeführt werden (vgl. Kollek 2002, 34; Schwinger 2003, 20).

2.2.4 Molekulargenetische Diagnostik im Rahmen der PID

Für die genetische Untersuchung der entnommenen Embryonalzellen bzw. Polkörperchen der Eizelle stehen verschiedene Verfahren zur Verfügung. Zum einen die Polymerase-Kettenreaktion (nachfolgend abgekürzt mit: PCR), mit welcher spezifische Veränderungen (Mutationen) an einzelnen Gensequenzen nachgewiesen werden können und zum anderen die Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (nachfolgend abgekürzt mit: FISH), die zur Geschlechtsdetermination, sowie zum Nachweis von Chromosomenaberrationen eingesetzt wird (vgl. Harper et al. 2001, 191). Beide Methoden werden nachfolgend kurz erläutert, wobei auf die Probleme dieser Techniken im Detail später eingegangen werden soll (vgl. hierzu 2.4.2.3 „Fehldiagnosen“).

2.2.4.1 Polymerase-Kettenreaktion (PCR)

Die PCR dient dem Nachweis von monogenen Erbkrankheiten. Mit ihr können spezifische Veränderungen einzelner Gene festgestellt werden (vgl. Harper et al. 2001, 191). Das Prinzip der PCR besteht in der enzymatischen Vermehrung (Amplifikation) eines bestimmten DNA-Abschnittes in vitro. Mit Hilfe PCR können geringe Mengen einer Ziel-DNA in großen Mengen amplifiziert werden, damit zu Untersuchungszwecken genügend Genmaterial zur Verfügung steht. Voraussetzung ist jedoch, dass die Nucleotid-Sequenzen an den Enden des zu untersuchenden DNA-Abschnittes bekannt sind (vgl. Buselmaier/ Tariverdian 1999, 42).

Nach Denaturierung der DNA-Doppelstränge zu zwei Einzelsträngen durch Hitze (ca. 95° C) und anschließender Abkühlung auf etwa 50° C werden der DNA-Präparation zwei Oligonucleotid-Primer zugesetzt. Diese sind komplementär zu der Sequenz an den 3’-Enden des gewünschten DNA-Bereiches. Eine hitzestabile Taq-Polymerase synthetisiert dann bei ca. 72° C komplementäre DNA-Sequenzen in einer Primerverlängerungsreaktion. Aus einem DNA-Doppelstrang sind zwei Doppelstränge geworden. Durch vielfältige Wiederholung der Zyklen aus Denaturierung, Priming und DNA- Synthese, lässt sich eine exponentielle Vermehrung der DNA-Sequenzen erreichen und damit eine ausreichende DNA-Menge zur Untersuchung herstellen (vgl. Knippers 2001, 476; Rehm/Hammer 2001, 55; Nicholl 2002, 122-25). Mittels Gelelektrophorese wird schließlich überprüft, ob der Embryo von einem Gendefekt betroffen ist oder nicht (vgl. Macas/Wunder 2006, 73-74). Obwohl die PCR- Technik zwar ein sehr elegantes Verfahren zur Bestimmung von DNA-Veränderungen ist, weist sie jedoch auch einige Mängel auf (vgl. hierzu die Ausführungen unter 2.4.2.3 „Fehldiagnosen“).

2.2.4.2 Fluoreszenz-in-situ-Hybridisierung (FISH)

Mit der FISH können einzelne Chromosomen oder Chromosomen-Fragmente sichtbar gemacht werden. Liegt eine Abweichung vom normalen Chromosomenbild vor oder hat ein Chromosomenstückaustausch (Translokation) stattgefunden, kann dies so überprüft werden. Ebenso kann die Methode zur Geschlechtsbestimmung herangezogen werden (vgl. Harper et al. 2001, 191).

Bei dieser Technik erfolgt in einem ersten Schritt die Denaturierung der DNA-Doppelstränge auf einem Objektträger. Der Vorgang der Denaturierung erfolgt bei einer Temperatur von etwa 75° C. Anschließend werden zu den fixierten Zellen DNA-Sonden zugegeben. Diese sind mit einem Fluoreszenzfarbstoff markiert und spezifisch für ein bestimmtes Chromosom bzw. einen bestimmten Chromosomenabschnitt. Sie binden bei ca. 37° C an die homologen chromosomalen Abschnitte der zu untersuchenden DNA, die zuvor in ihre Einzelstränge aufgetrennt wurde. Man nennt diesen Vorgang Hybridisierung. Mit einem Fluoreszenz-Mikroskop kann nun durch die Anwesenheit von Farbsignalen nachgewiesen werden, welches Geschlecht der Embryo besitzt bzw. ob eine chromosomale Störung vorliegt. Dabei korreliert die Anzahl der Farbsignale mit der Menge der vorhandenen Chromosomen im Zellkern der Probe (vgl. Murken/Cleve 1996, 43; Harper et al. 2001, 191-92; Knippers 2001, 473; Verlinsky/Kuliev 2005, 29-40; Macas/Wunder 2006, 71).

Die Sonde des Y-Chromosoms wird meistens mit einem roten Farbstoff, die Sonde des X-Chromosoms mit einem grünen Farbstoff markiert (vgl. Macas/Wunder 2006, 71). Liegen also beide Farbsignale unter dem Fluoreszenz-Mikroskop vor, handelt es sich um einen männlichen Embryo; fehlt das rote Signal, liegt ein weiblicher Embryo vor. Über die Anzahl der Farbsignale für das Chromosom 21, kann z.B. nachgewiesen werden, ob eine Trisomie 21 (Down-Syndrom) vorliegt. Dies ist der Fall, wenn drei fluoreszierende Punkte für das Chromosom 21 vorhanden sind.

Sollen mehrere Chromosomen gleichzeitig dargestellt werden, was v.a. für altersbedingte Aneuploidien von Interesse ist, können DNA-Sonden mit verschiedenen Fluoreszenzfarbstoffen verwendet werden. Es stehen jedoch nur eine begrenzte Zahl an Farbstoffen zur Verfügung (vgl. Harper et al. 2001, 9-10, 191-94; Macas/Wunder 2006, 71).

Bei der M- (multi-fluorochrome karyotyping) FISH und SKY (spectral karyotyping) hingegen, werden 24 spezifische Hybridisierungsproben mit einer unterschiedlichen Kombination an Fluorochromen verwendet. Es können bei diesen Methoden alle Chromosomen zur selben Zeit analysiert werden (vgl. Harper et al. 2001, 193). Diese Techniken sind jedoch noch mit einigen Schwierigkeiten verbunden und werden daher noch nicht routinemäßig eingesetzt (vgl. Macas/Wunder 2006, 72).

Die FISH besitzt, wie die PCR auch, spezifische Fehlermöglichkeiten. Sie weist aber auch Vorteile gegenüber der PCR-Technik auf. Nähere Erläuterungen hierzu finden sich in den Ausführungen unter 2.4.2.3 („Fehldiagnosen“).

2.2.5 Embryotransfer

Nach erfolgter genetischer Diagnostik werden nur diejenigen Embryonen in die Gebärmutter der Frau übertragen, welche einen negativen Befund aufweisen, d.h. nicht von der getesteten Krankheit betroffen sind. Die Embryonen, bei denen das unerwünschte Merkmal nachgewiesen wird, werden aussortiert und verworfen (vgl. Neuer-Miebach 1999, 126).

Um das Risiko einer Mehrlingsschwangerschaft möglichst gering zu halten, werden meist zwei Embryonen in den Mutterleib zurückgesetzt (vgl. Harper et al. 2001, 136). Nähere Erläuterungen zum höheren Mehrlingsrisiko im Rahmen eines IVF-Zyklus, vgl. die Ausführungen unter 2.4.1.2.1 („Erhöhtes Risiko einer Mehrlingsschwangerschaft durch den Transfer mehrerer Embryonen“).

Die maximale Anzahl der zu transferierenden Embryonen im Rahmen eines IVF-Zyklus, sowie das weitere Schicksal der sogenannten überzähligen Embyronen, ist abhängig von der jeweiligen nationalen Gesetzeslage. In Deutschland dürfen bis zu drei Embryonen in den Mutterleib zurückgesetzt werden (vgl. § 1 Abs. 1 Nr. 3 ESchG).

Sind nach der genetischen Diagnostik mehr als drei Embryonen übrig, die keine genetischen oder chromosomalen Auffälligkeiten zeigen, können diese in manchen Ländern für eine spätere Übertragung eingefroren werden. In Deutschland ist diese sogenannte Kryokonservierung von Embryonen nicht erlaubt. Dem ESchG zufolge, dürfen nur so viele Embryonen erzeugt werden, wie anschließend auch übertragen werden sollen (vgl. § 1 Abs. 1 Nr. 5 ESchG). Nähere Ausführungen hierzu finden sich im rechtlichen Teil der Diplomarbeit. Weitere Erläuterungen zu der Problematik der sogenannten überzähligen Embryonen, siehe 2.4.1.2.3 („Ungelöste Problematik der überzähligen Embryonen“), sowie die Ausführungen im ethischen Teil der Diplomarbeit.

Der Embryotransfer erfolgt im Rahmen der IVF meist am zweiten Tag nach der Eizellentnahme. Zunehmend werden auch Embryonen im Blastozystenstadium zurückgesetzt, wodurch eine höhere Implantationsrate erreicht werden soll (vgl. Steck 2001, 215-26). Wird eine PID durchgeführt, kann der Transfer meist am gleichen Tag vorgenommen werden wie die Biopsie, also am dritten Tag nach der Befruchtung; die Embryonen befinden sich dann im 6- bis 10-Zell-Stadium (vgl. Harper et al. 2001, 134). Mit Hilfe eines transzervikal eingeführten Transferkatheters werden die Embryonen unter Ultraschallkontrolle in die Gebärmutterhöhle übertragen (vgl. ebd., 74-75).

2.2.6 Pränatale Diagnostik (PND)

Bei der PID kann es immer wieder zu Fehldiagnosen kommen (vgl. 2.4.2.3). Um absolut sicher zu gehen, dass der Embryo kein Träger der gesuchten Erbkrankheit ist, wird zur Bestätigung der Diagnose meist zusätzlich noch während der Schwangerschaft eine invasive PND durchgeführt (vgl. Harper et al. 2001, 137-39). Die PND lässt sich in invasiveund nicht-invasive Untersuchungsmethoden unterteilen, die nachfolgend kurz erläutert werden sollen.

2.2.6.1 Nicht-invasive Untersuchungen

Die nicht-invasiven Untersuchungen tangieren weder den Embryo, die Eihäute noch den Uterus. Zu den nicht-invasiven Methoden zählen sowohl die transvaginale, als auch die transabdominale Ultraschall-Untersuchung des Embryos. Diese wird zur Altersbestimmung, zur Beurteilung der Körperform und der Organstrukturen, sowie zur Ermittlung der Lage der Plazenta eingesetzt (vgl. Murken/Cleve 1996, 171; Buselmaier/Tariverdian 1999, 341-42). Das Ultraschall-Verfahren wird zur routinemäßigen Untersuchung dreimal innerhalb einer Schwangerschaft durchgeführt, und zwar etwa in der 10., 20. und 30. Schwangerschaftswoche (vgl. Murken/Cleve 1996, 171; Körner/Witkowski 1997, 257).

Ebenso kann auch eine Untersuchung des mütterlichen Blutes Aufschluss über mögliche Fehlbildungen des Ungeborenen geben. Lässt sich etwa eine Erhöhung des Alpha-Fetoprotein-Spiegels feststellen, kann dies auf eine Fehlentwicklung des Neuralrohrs hindeuten. Auch eine Anenzephalie (schwere Hirnfehlbildung) und ein offener Rücken kann über die Alpha-Fetoprotein-Bestimmung diagnostiziert werden. Der sogenannte Triple-Test gibt Hinweise auf das Vorliegen einer kindlichen Trisomie durch die kombinierte Bestimmung des Alpha-Fetoproteins, des β-HCG (humanes Choriongonadotropin) und des Östriols im mütterlichen Serum (vgl. Murken/Cleve 1996, 171; Buselmaier/Tariverdian 1999, 341-45).

Aus dem mütterlichen Blut können auch kindliche Zellen isoliert werden, welche dann zur nachfolgenden genetischen Diagnostik zur Verfügung stehen. Die Zellen sind über die Plazentaschranke in den mütterlichen Blutkreislauf übergetreten. Diese Methode zur Gewinnung fetaler Zellen befindet sich derzeit noch in der Entwicklung, kann jedoch in absehbarer Zeit routinemäßig eingesetzt werden (vgl. Murken/Cleve 1996, 171; Buselmaier/Tariverdian 1999, 345; Kollek 2002, 19-20).

2.2.6.2 Invasive Untersuchungen

Besteht innerhalb der Schwangerschaft ein erhöhtes Risiko für eine kindliche Fehlbildung, eine Virusinfektion oder eine genetische Erkrankung können invasive Untersuchungen durchgeführt werden. Bei diesen werden auf direktem Wege, entweder transzervikal oder transabdominal, fetale Zellen, fetales Serum oder Fruchtwasser gewonnen (vgl. ebd.).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 6: Schematische Darstellung der Chorionzottenbiopsie und Amniozentese (Quelle: Weber, Biologie Oberstufe 2001, 183)

Für die Gewinnung kindlicher Zellen stehen mehrere Methoden zur Verfügung, und zwar einmal die Amniozentese (Fruchtwasserpunktion) ab der 14. Schwangerschaftswoche, sowie die Chorionzottenbiopsie ab der 10. Schwangerschaftswoche, bei welcher Chorionzellen gewonnen werden (siehe dazu auch Abbildung 6).

Auch durch die Nabelschnurpunktion können kindliche Zellen gewonnen werden. Diese wird ab der 20. Schwangerschaftswoche durchgeführt. (vgl. Murken/Cleve 1996, 171; Körner/Witkowski 1997, 257; Buselmaier/Tariverdian 1999, 341- 45; Kollek 2002, 21).

Eine Untersuchung der gewonnenen kindlichen Zellen kann, wie bei der PID auch, mit Hilfe molekulargenetischer Methoden erfolgen (vgl. die Ausführungen unter 2.2.4). Zytogenetische Untersuchungen und biochemische Tests können ebenfalls zur Diagnostik eingesetzt werden (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 347).

Bei den invasiven Methoden der PND besteht das Risiko einer durch den Engriff hervorgerufenen Fehlgeburt. Nach erfolgter Amniozentese beträgt das Abortrisiko einer Fehlgeburt etwa 0,3-1 % und nach der Chorionzottenbiopsie ca.1-2 % (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 339). Für die nichtinvasiven Methoden der PND sind keine Gefahren bekannt (vgl. NER 2003, 25).

Die häufigsten Indikationen für die PND sind Auffälligkeiten bei der Ultraschalluntersuchung, bei einem erhöhten Alter der Mutter (über 35 Jahre alt), genetische Vorbelastungen innerhalb der Familie, sowie psychische Indikationen (vgl. Körner/Witkowski 1997, 256).

Zur besseren Übersicht sind in Tabelle 1 noch einmal die wichtigsten Methoden der PND zusammengefasst (Schwangerschaftswoche wird nachfolgend abgekürzt mit: SSW):

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Tabelle 1: Verschiedene Verfahren der PND

(In Anlehnung an: Kollek, Präimplantationsdiagnostik 2002, 21)

2.2.6.3 Vergleich von PND und PID

Nachfolgend soll eine Zusammenfassung der wichtigsten Unterschiede von PND und PID dargestellt werden. Die Aussagen stützen sich dabei weitgehend auf die Ausführungen von Kollek (2002, 14-16).

Die PID wird an frühen Embryonen in vitro durchgeführt. Diese befinden sich zu diesem Zeitpunkt meist im 6- bis 10- Zell-Stadium. Sie erfolgt also an Embryonen, welche sich außerhalb des Körpers der Frau befinden. Bei der PND hingegen werden Embryonen im Mutterleib untersucht, also in utero. Es liegt also bereits eine Schwangerschaft vor. Die Frau hat hierdurch schon eine ganz andere Verbindung zu dem Ungeborenen, als wenn sie noch gar nicht weiß, ob es überhaupt zu einer Einnistung des Embryos in den Uterus kommt.

Damit die Embryonen bei der PID überhaupt extrakorporal vorliegen können, muss in einem ersten Schritt eine IVF vorgenommen werden. Diese geht mit belastenden Hormonbehandlungen für die Frau einher und ist mit einigen Risiken verbunden (vgl. hierzu auch 2.4.1.1 „Risiken und Belastungen der extrakorporalen Befruchtung für die Frau“).

Durch die IVF können in einem Zyklus bis zu drei Eizellen befruchtet werden (vgl. § 1 Abs. 1 Nr. 5 ESChG). Es können also mehrere Embryonen entstehen. Nur unter diesen Bedingungen kann eine PID überhaupt erfolgen, da erst dadurch eine Auswahl aus mehreren Embryonen getroffen werden kann. Die PID ist also, im Gegensatz zur PND, eine Selektionstechnik. Es werden unter mehreren Embryonen diejenigen ausgewählt, die nicht von der getesteten Krankheit betroffen sind. Bei der PND hingegen kann immer nur ein Embryo bzw. Fetus untersucht werden, nämlich derjenige, der sich bereits in den Uterus eingenistet hat. Hier geht es also um die Frage der Fortführung einer Schwangerschaft, falls der Untersuchungsbefund Hinweise auf eine Erkrankung liefert.

Mit der PID ist auch „zum ersten Mal eine im wissenschaftlichen Sinne echte Eugenik möglich, d.h., bestimmte Allele könnten mittelfristig aus einer Population eliminiert werden, ohne daß die Fortpflanzungswünsche der betroffenen Gruppe von Menschen unterdrückt werden müssen“ (Kollek 2002, 15). Nähere Ausführungen zur Eugenik finden sich im ethischen Teil der Diplomarbeit.

Ein weiterer wichtiger Unterschied zwischen PND und PID besteht in der Tatsache, dass bei der PID ein direkter Zugriff auf die Embryonen möglich ist, da diese extrakorporal vorliegen. Sie stehen also für Dritte zur Verfügung (vgl. Honnefelder 1999, 119). Gebhardt bezeichnet diese extrakorporal vorliegenden Embryonen als „Produkte“ und meint in diesem Zusammenhang: „Mit diesem Produkt kann man forschen, man kann selektieren, man kann es ändern, man kann es klonen, Chimären, d.h. Kreuzungen zwischen Mensch und Tier, bilden“ (Gebhardt 1999, 117). Durch die PID können sich also neue Anwendungsgebiete erschließen. Sie wird deshalb auch als „Einstiegstor zur Keimbahntherapie, zum Klonen und zur verbrauchenden Embryonenforschung gesehen“ (Schöne-Seifert 1999, 89).

2.3 Anwendungsgebiete der PID

Im folgenden Kapitel sollen die verschiedenen medizinischen Ziele und Anwendungsgebiete der PID vorgestellt werden. Ziel der PID ist dabei in allen Fällen die Erfüllung des Kinderwunsches (vgl. Enquete-Kommision 2002, 86; nachfolgend abgekürzt mit: EK). Dabei ist der Wunsch nach einem gesunden Kind von enormer Bedeutung (Ausnahme stellen die Paare dar, die sich aufgrund einer monogenetischen Krankheit selbst ein Kind wünschen, das unter dieser Krankheit leidet).

Nach Haker (2002, 144) lassen sich drei verschiedene Zielgruppen für die PID unterscheiden: zum einen diejenigen Paare, welche die Hilfe von IVF und PID in Anspruch nehmen, da sie an einer Fruchtbarkeitsstörung leiden und sogenannte Hochrisikopaare, die zwar eine normale Fertilität aufweisen, die jedoch genetisch vorbelastet sind und bei welchen eine relativ hohe Wahrscheinlichkeit besteht, ein schwerkrankes Kind zu bekommen. Eine dritte Gruppe stellen Paare dar, welche die PID ohne spezifische Krankheitsindikation wählen, d.h. entweder aus indirekt medizinischen Gründen (als Gewebespender für ein „Geschwisterkind“) oder aus nichtmedizinischen Gründen (zur Geschlechtsselektion, sowie zur positiven Selektion von Kindern mit genetisch bedingten Krankheiten im Falle genetisch vorbelasteter Eltern). Die verschiedenen Indikationen für die PID werden nachfolgend näher beschrieben. Erläuterungen über mögliche zukünftige Anwendungsgebiete der PID runden das Kapitel ab.

Zum besseren Verständnis soll jedoch vorab auf die genetischen Grundlagen von Erbkrankheiten eingegangen werden. In einem kurzen Überblick werden die verschiedenen Erbgänge und Chromosomenstörungen (Chromosomenaberrationen) dargestellt.

2.3.1 Exkurs: Erbgänge und Chromosomenstörungen

Nachstehend werden zunächst die verschiedenen Erbgänge (monogene oder polygene) vorgestellt. Anschließend soll auf die unterschiedlichen Chromosomenaberrationen (numerische oder strukturelle) eingegangen werden.

Monogene Erbgänge

Ein monogener Erbgang liegt vor, wenn die Mutation eines einzelnen Gens zur Ausprägung einer Erkrankung führt (vgl. Hennen/Sauter 2004, 19).

Gene können in verschiedenen Zustandsformen auftreten, was für ihre genotypische Vererbung (Gesamtheit der Erbanlangen eines Organismus) unterschiedliche Konsequenzen hat (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 86). In Tabelle 2 werden die verschiedenen Zustandsformen von Genen dargestellt:

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Tabelle 2: Zustandsformen von Genen und ihre Konsequenzen für die genotypische Vererbung (In Anlehung an: Buselmaier/Tariverdian, Humangenetik 1999, 86)

Ein Gen kann entweder rezessiv oder dominant vererbt werden. Rezessiv ist ein Gen dann, wenn es nur im homozygoten, nicht aber im heterozygoten Zustand phänotypisch (der Phänotyp bezeichnet die Gesamtheit der sichtbaren Merkmale eines Organismus) in Erscheinung tritt (vgl. Murken/Cleve 1996, 102). Einen dominanten Erbgang hingegen zeigt ein Gen dann, wenn es auch im heterozygoten Zustand phänotypisch zur Ausprägung kommt (vgl. ebd., 94).

Die meisten Gene befinden sich auf den 22 Autosomen (alle Chromosomen, außer den Geschlechtschromosomen). Sie werden autosomal vererbt. Befindet sich das Gen jedoch auf dem X-Gonosom (X-Geschlechtschromosom), spricht man von X-chromosomaler Vererbung. Das Gen wird also in Abhängigkeit vom Geschlecht vererbt. Man spricht in diesem Fall nur von X- und nicht von Y- chromosomaler Vererbung, da sich auf dem Y-Chromosom nur sehr wenige aktive Gene befinden (vgl. Strachan/Read 1996, 56). Vom Y-Chromosom werden nur Gene vererbt, die für die Eigenschaften des männlichen Geschlechts von Bedeutung sind (vgl. Körner/Witkowski 1997, 232).

Anhand dieser unterschiedlichen Eigenschaften von Genen lassen sich vier verschiedene Erbgänge unterscheiden, die zur besseren Übersicht in Tabelle 3 dargestellt sind. Dabei beziehen sich die Ausführungen auf die Aussagen von Körner/Witkowski (1997, 216-32) und Buselmaier/Tariverdian (1999, 177-214). Eine nähere Erläuterung der Erbkrankheiten (v.a. für welche eine PID möglich ist) findet sich im Glossar der für die PID bedeutsamen Krankheiten.

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Tabelle 3: Monogene Erbgänge, deren Eigenschaften und den damit verbundenen Krankheiten

Multifaktorielle (polygene) Vererbung

Bei dieser Form von Erbgängen sind an der phänotypischen Ausprägung eines Merkmals mehrere Gene, zusammen mit Umwelteinflüssen beteiligt, welche sich von Generation zu Generation neu kombinieren. Die Veränderungen einzelner Gene haben bei polygen bedingten Merkmalen keine so starken Auswirkungen, wie bei Merkmalen, die durch ein Gen bedingt sind (vgl. Murken/Cleven 1996, 123). Die meisten menschlichen Merkmale wie z.B. Intelligenz, Körpergröße, Gewicht, Hautfarbe, Fruchtbarkeit und Blutdruck sind multifaktoriell bedingt. Auch viele Krankheiten sind von multifaktorieller Natur. Darunter fallen z.B.: Hypertonie, Diabetes mellitus, Schizophrenie und andere psychische Erkrankungen, sowie der familiäre Brustkrebs (ausgelöst durch Veränderungen in den BRCA-Genen) (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 237-38; Hennen/Sauter 2004, 20).

Chromosomenstörungen

Es gibt numerische (Veränderungen der Chromosomen zahl) und strukturelle (Veränderung der Chromosomen struktur) Chromosomenstörungen. Tabelle 4 gibt eine Übersicht über die verschiedenen Chromosomenanomalien und Beispiele für damit verbundene Krankheiten. Die Ausführungen beziehen sich dabei auf die Aussagen von Buselmaier/Tariverdian (1999, 57) und Strachan/Read (1996, 58-61), sowie auf die Beschreibungen der verschiedenen mit Chromosomenstörungen einhergenden Krankheiten von Körner/Witkowski (1997, 178-209).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Tabelle 4: Chromosomenstörungen und damit einhergende Krankheiten (Syndrome) (In Anlehung an: Buselmaier/Tariverdian, Humangenetik 1999, 57)

Numerische Chromosomenstörungen entstehen meist spontan (de-novo-Aberration) durch Chromosomenfehlverteilungen, also durch das Nichtauseinandertreten (Nondisjunction) einzelner Chromosomen während der Keimzellreifung. Eine Nondisjunction während der Meiose führt zur Bildung aneuploider Keimzellen (siehe Abbildung 7). Daraus resultieren aneuploide Zygoten (vgl. Murken/Cleve 1996, 59-60).

Mit zunehmendem Alter der Frau steigt das Risiko von meiotischen Nondisjunctions-Prozessen. Die Trisomiehäufigkeit von Kindern geht mit dem mütterlichen Alter einher. Ein zusätzliches Chromosom 21, wie das bei Down-Syndrom-Kindern der Fall ist, stammt in mehr als 90 % der Fälle von der Mutter. Eine 21-jährige Frau hat ein Risiko von 1 zu 1500, ein Kind mit Trisomie 21 zu bekommen, wohingegen das Risiko bei einer 45-jährigen Frau 1 zu 30 beträgt (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 122- 24).

Auch während der Mitose kann eine Nondisjunction stattfinden (siehe Abbildung 7). Dabei kommt es zu einer Fehlverteilung einzelner Chromosomen in somatischen Zellen während der mitotischen Teilung. Findet eine mitotische Nondisjunction im Blastozystenstadium statt, findet man neben normalen Zelllinien auch aneuploide Zellen (Mosaikbildung) (vgl. ebd., 125).

Abbildung in dieser Leseprobe nicht enthalten

Abbildung 7: Entstehung einer Aneuploidie durch meiotische und mitotische Nondisjuction (In Anlehung an: Buselmaier/Tariverdian, Humangenetik 1999, 122)

Strukturelle Chromosomenstörungen können ererbt sein, aber auch de novo entstehen (vgl. Körner/Witkowski 1997, 193). Sie entstehen durch Brüche an einem oder mehreren Chromosomen mit anschließenden Umbauten innerhalb eines Chromosoms oder zwischen zwei unterschiedlichen Chromosomen. Strukturelle Chromosomenstörungen können entweder unbalanciert (Verlust oder Zugewinn von genetischem Material) oder balanciert (kein Verlust oder Zugewinn von genetischem Material) sein (vgl. Murken/Cleve 1996, 69-71; Buselmaier/Tariverdian 1999, 142).

Eine balancierte Strukturanomalie hat meist für das betroffene Individuum keine Auswirkung. Allerdings weisen die Betroffenen ein erhöhtes Risiko für Nachkommen mit unbalancierten Chromosomenaberrationen auf, wodurch es zu Infertilität, zu vermehrten Aborten oder zur Geburt von Kindern mit schweren oft letalen Fehlbildungen kommen kann. In der Bevölkerung beträgt der Anteil von Anlageträgern für eine balancierte Chromosomenaberration 0,1-0,2 % (vgl. Kollek 2002, 77-78).

2.3.2 Monogene Erbkrankheiten

Die PID wird in erster Linie für genetisch vorbelastete Paare eingesetzt bei denen ein hohes Risiko besteht, ein Kind mit einer schweren monogen bedingten Krankheit zu bekommen. Diese Paare haben entweder bereits ein krankes Kind (oder mehrere) zur Welt gebracht oder es sind Erbkrankheiten innerhalb der Familie aufgetreten. Mit Hilfe der PID könnte sogenannten Hochrisikopaaren ein (wiederholter) Schwangerschaftsabbruch erspart bleiben, da ein Embryo, der von der entsprechenden Krankheit betroffen ist, schon in vitro vor einer Implantation in den Mutterleib erkannt und seine Übertragung vermieden werden könnte (vgl. Kollek 2003, 76; NER 2003, 37-38).

Ein Hochrisikopaar liegt dann vor, wenn z.B. beide Eltern Anlageträger einer autosomal-rezessiven Krankheit sind (sie sind dann heterozygot für die Krankheit) oder einer der Partner Träger einer autosomal-dominanten bzw. X-chromosomal vererbten Krankheit ist (vgl. EK 2002, 86) (siehe dazu auch die Ausführungen unter 2.3.1 „Exkurs: Erbgänge und Chromosomenstörungen“).

Für folgende monogene Erbkrankheiten wurde die PID bereits erfolgreich eingesetzt: Charcott-Marie- Tooth-Erkrankung, Chorea Huntington, Fragiles X-Syndrom, Familiäre Adenomatöse Polyposis, Hämophilie, Marfan-Syndrom, Duchenne-Muskeldystrophie, Zystische Fibrose, Osteogenesis Imperfecta, Ornithin Transcarbamylase-Defizienz, Retinitis pigmentosa, Sichelzellenanämie, Spinale Muskelatrophie, Tay-Sachs-Erkrankung, β-Thalassämie (vgl. Lissens/Sermon 1997, 1759; Harper et al. 2001, 171; Kollek 2002, 77). Nähere Ausführungen zur Symptomatik der einzelnen Krankheiten finden sich im ‚Glossar der für die PID bedeutsamen Krankheiten’.

Mittels PID können ausschließlich monogene Erbleiden erfasst werden. Bei Merkmalen, die multifaktoriell vererbt werden, stößt die PID an ihre Grenzen. Das Zusammenspiel der einzelnen, oft in großer Anzahl vorhandenen Gene bei multifaktoriellen/polygenen Merkmalen ist äußerst kompliziert und mit Hilfe der PID nur schwer zu diagnostizieren. Man bräuchte eine große Zahl an Embryonen und damit verbunden auch eine enorme Anzahl an Eizellen, um überhaupt eine Selektion vornehmen zu können. Im Rahmen der IVF kann jedoch bis heute keine ausreichende Anzahl von Eizellen gewonnen werden, um dann in einem nächsten Schritt mit Hilfe der PID, Embryonen mit multifaktoriell bedingten Merkmalen auszuwählen (vgl. NER 2003, 38).

Die vielfach in der Öffentlichkeit diskutierte Gefahr, dass durch die PID sogenannte Designer-Babys ausgewählt werden könnten, welche spezielle, von den Eltern gewünschte Eigenschaften besitzen (bestimmte Augenfarbe, Haarfarbe, Hautfarbe, hoher IQ), scheint daher unbegründet zu sein (vgl. ebd.). Nähere Erläuterungen finden sich im ethischen Teil der Diplomarbeit.

2.3.3 Chromosomal bedingte Krankheiten und altersbedingte Aneuploidien

Ein wichtiger Anwendungsbereich der PID liegt in der Prävention von Nachwuchs mit Chromosomenstörungen. Diese entstehen in ca. 8 % aller Konzeptionen. Meist sind die Chromosomenanomalien nicht mit dem Leben vereinbar und die Embryonen bzw. Feten werden spontan abortiert. Die Häufigkeit von Chromosomenaberrationen bei Spontanaborten beträgt etwa 60 % im 1. Trimenon (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 121).

Numerische Chromosomenstörungen entstehen meist spontan (die Eltern weisen also einen normalen Chromosomensatz auf) während der Keimzellreifung und sind in der Regel nicht ererbt. Autosomale Monosomien sind wie die meisten Trisomien nicht lebensfähig. Trisomien 13, 18 und 21 sind mit dem Leben vereinbar, die Krankheitssyndrome jedoch unterschiedlich schwer ausgeprägt (vgl. Murken/Cleve 1996, 66-68; NER 2003, 39).

Neugeborene mit einer Trisomie 21 weisen keine so schweren Beeinträchtigungen der geistigen und körperlichen Entwicklung auf, wie diejenigen mit einer Trisomie 13 oder 18. Diese gehen mit schweren Fehlbildungen und Entwicklungsstörungen einher (vgl. ebd.).

Menschen mit gonosomalen Chromosomenaberrationen haben keine so schwerwiegenden Erkrankungen und sind weniger beeinträchtigt (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 125). Krankheiten, die durch die Fehlverteilung von Gonosomen entstehen, sind z.B. das Ulrich-Turner-Syndrom (nur ein X- Chromosom, X0), Klinefelter-Syndrom (XXY) und das Triple-X-syndrom (XXX) (vgl. ebd., 129). Nä- here Erläuterungen finden sich im ‚Glossar der für die PID bedeutsamen Krankheiten’.

Die PID wird auch zur Detektion von strukturellen Chromosomenstörungen eingesetzt. Diese können vererbt werden. Weist z.B. ein Elternteil eine balancierte Chromosomentranslokation auf, kann es bei den Nachkommen häufig zu unbalancierten Chromosomenaberrationen kommen (vgl. Kollek 2002, 77). Träger einer solchen balancierten Translokation sind phänotypisch meist unauffällig und werden meist erst nach dem Auftreten von Fehlgeburten oder mit der Geburt eines Down-Syndrom-Kindes bzw. eines Kindes mit schweren Fehlbildungen entdeckt (vgl. Murken/Cleve 1996, 73). Translokationen, bei denen große Abschnitte von zwei Chromosomen beteiligt sind, sowie Translokationen zwischen den Chromosomen 14, 15 oder 22, sind pränatal letal (vgl. NER 2003, 39-40). Nähere Erläuterungen zu den strukturellen Chromosomenstörungen, siehe auch die Ausführungen unter 2.3.1.

Das Risiko für die Geburt eines Kindes mit einer Chromosomenstörung steigt mit zunehmendem Alter der Frau (vgl. Munné 2006, 242). Je älter die Frau ist, desto größer ist z.B. die Wahrscheinlichkeit, ein Kind mit Down-Syndrom zu bekommen (Kollek 2002, 97).

Spontanaborte gehen in den meisten Fällen mit einer Chromosomenaberration einher (vgl. Verlinsky et al. 2005, 219). Eine weitere Gruppe, die also für die Anwendung der PID vorgeschlagen wurde, sind Frauen über 35 Jahre, die sich wegen Fertilitätsproblemen einer IVF unterziehen (vgl. Munné 2006, 245).

Hintergrund dieses Vorschlages war die Annahme, dass die sinkenden Fertilitätsraten auf die abnehmende Qualität der von älteren Frauen gebildeten Eizellen zurückzuführen sind (vgl. Gianaroli et al. 1997, 1762). Bei Spontanaborten wird am häufigsten ein weiteres Autosom nachgewiesen. Dabei steht die Trisomie 16 an erster Stelle. Die zweithäufigste Ursache, die zum Spontanabort führt, ist eine Monosomie X. Des Weiteren kommen als Abortursache auch Chromosomenaberrationen in Frage, die durch eine familiäre balancierte Transolokation bedingt sind (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 161).

Durch die PID können Embryonen mit Chromosomenstörungen, die mit dem Leben nicht vereinbar sind, bereits vor einer Implantation erkannt und von einem anschließenden Transfer ausgeschlossen werden. Dies könnte zu einer Verbesserung der Implantationsund Schwangerschaftsrate führen und Spontanaborte bei älteren Frauen reduzieren (vgl. Gianaroli 1997, 1762-67; Munné 2006, 248). Im Rahmen eines sogenannten Screening-Programmes könnte allen Frauen über 35 Jahren angeboten werden, die sich ohnehin einer IVF-Behandlung unterziehen, eine PID zur Entdeckung von Chromosomenaberrationen durchführen zu lassen. Die niedrige „Baby-take-home-Rate“ der IVF (etwa 15 % pro Zyklus; die „Baby-take-home-Rate“ ist in diesem Zusammenhang eine Bezeichnung für die Erfolgsquoten bei der IVF) könnte dadurch erhöht werden und zur Effizienzsteigerung der IVF beitragen. Diese Annahme bleibt bislang jedoch unbewiesen (vgl. Hennen/Sauter 2004, 22). Niederländische Wissenschaftler fanden jetzt sogar heraus, dass die PID die Schwangerschaftsraten nicht nur nicht verbessert, sondern signifikant verschlechtert (vgl. Mastenbroek et al. 2007, 1). Ob die PID also zur Erfolgsverbesserung der IVF eingesetzt werden kann, bleibt fragwürdig.

Auf internationaler Ebene ist das Aneuploidie-Screening schon weit verbreitet. Die PID wird weltweit vornehmlich zur Untersuchung auf Chromosomenstörungen bei fortgeschrittenem Alter der Frau eingesetzt (ESHRE PGD Consortium Steering Committee 2008, 741). Durchgeführt wird die Diagnostik in den meisten Fällen an Polkörperchen (vgl. Harper et al. 2001, 218).

2.3.4 Männliche Fruchtbarkeitsstörungen und Intrazytoplasmatische Spermieninjektion (ICSI)

Die PID kann auch bei Paaren eingesetzt werden, bei denen aufgrund einer männlichen Fruchtbarkeitsstörung die ICSI-Technik angewandt wird (vgl. Kollek 2002, 89). Diese Störungen beim Mann sind oft genetisch bedingt (vgl. ESHRE Capri Workshop Group 1998, 2027); z.B. sind Männer mit dem Klinefelter-Syndrom (XXY; besitzen ein zusätzliches X-Chromosom) unfruchtbar (vgl. Okada et al. 1999, 946). Manchmal sind auch für zystische Fibrose heterozygote Männer steril. Dies wird auf einen Verschluss der Ausführungsgänge des männlichen Genitalsystems zurückgeführt (vgl. Buselmaier/Tariverdian 1999, 192).

Bei Männern mit Fruchtbarkeitsstörungen werden oft Deletionen im Y-Chromosom festgestellt, welche mit 100 % Wahrscheinlichkeit auf die männlichen Nachkommen übertragen werden (vgl. Silber/Repping 2002, 217).

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• Université: University of Tubingen (Fakultät für Biologie)
• Note: 1,1
• Auteur: Dipl. Martina Neubauer (Auteur)
• Année de publication: 2008
• Pages: 124
• N° de catalogue: V120080
• ISBN (ebook): 9783640236855
• Langue: allemand
• mots-clé: Medizinisch-naturwissenschaftliche, Aspekte, Präimplantationsdiagnostik